معلومة

الخلايا العصبية سوما سوما المقترنة

الخلايا العصبية سوما سوما المقترنة


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أقرأ هذه الورقة حول كيفية اتصال الخلايا العصبية. تقول ويكيبيديا ، عادة ما تتصل الخلايا العصبية عبر محور عصبي (جهاز إرسال) والتشعبات (مستقبل) ولكن هناك أيضًا حالات خاصة حيث تتصل التشعبات بالتشعبات ، والمحاور مع محور عصبي آخر ، والخلايا العصبية التي لا تحتوي على محور عصبي وما إلى ذلك.

الآن في الورقة يشيرون إلى الخلايا العصبية المقترنة سوما-سوما وقوتها في المشبك الكوليني. هل هذا يعني الآن أن الخلايا العصبية تتفاعل بشكل مباشر عبر سوما؟ إذا كان الأمر كذلك ، فما مدى اختلاف هذه العملية عن مسار المحور العصبي العام-> التغصنات؟


نعم ، يبدو أن المشبك سوما سوما في تلك الورقة هو تشابك كيميائي بين جسمين من الخلايا. لا توجد محاور أو تشعبات في هذا التحضير لذا فإن المشبك يجب كن بين سوما. يستخدمون نوعين من الخلايا العصبية الحلزونية بعيدين عن بعضهما البعض (في العقد المختلفة) في الجسم الحي، ولكن من المعروف أنها تشابك عصبي. هذه في الجسم الحي المشبك طويل المدى ولذلك يجب توسطه بواسطة محور عصبي. في الطبق ، يمكنهم تشجيع التشابك العصبي على التكون حتى بدون تشجيع المحاور والتشعبات على النمو.

لاحظ أن هذا مصطنع في المختبر وهي ، بمعنى ما ، تجبر المشبك على الحدوث بطريقة غير معتادة في طبق زراعة الخلايا. يفعلون ذلك لأنه يجعل من السهل دراسة جوانب معينة من آليات الإشارة لتوليد نقاط الاشتباك العصبي. في ورقتك ، يبدو أنهم يستخدمونها كإعداد سهل لإثبات مبدأ التفاعل بين الخلايا العصبية البيولوجية وركيزة أشباه الموصلات غير البيولوجية.

تشير الورقة التي استشهدت بها إلى هذه الورقة التي تحدد إعداد سوما سوما بصورة جميلة لتوضيح الأمور: http://www.jneurosci.org/content/19/21/9306


ينظم السيروتونين اقتران كهربائي عن طريق تعديل التوصيل خارج الوظيفة: H- الحالي

يمكن أن تكون قوة التشابك متغيرة بدرجة كبيرة من حيوان إلى آخر داخل أحد الأنواع أو بمرور الوقت داخل الفرد. قد تكون عملية اللدونة المشبكية التي تحدثها عوامل التعديل العصبي غير متوقعة عندما تكون الدوائر الأساسية الخاضعة للتعديل هي نفسها متغيرة بطبيعتها. تعد مسارات السيروتونين (5-هيدروكسي تريبتومين 5HT) وإشارات هرمون السيروتونين منظمين مهمين لسلوك الحيوان وهي أهداف دوائية في مجموعة واسعة من الاضطرابات العصبية. لقد قمنا بفحص تأثير 5HT على المشابك الكهربائية التي تمتلك قوى اقتران متغيرة. بينما قلل 5HT من الاقتران الكهربائي عند المشابك ذات التوصيل الكهربائي الضعيف ، كانت المشابك ذات التوصيلات الكهربائية القوية أقل تأثراً بمعالجة 5HT ، على النحو التالي من المعادلات المستخدمة لحساب معاملات الاقتران. تشير حقيقة أن التأثير التعديلي لـ 5HT على التوصيلات الكهربائية كان مرتبطًا سلبًا بقوة الاقتران الكهربائي إلى أن درجة الاقتران الكهربائي داخل الشبكة العصبية تؤثر على التعديل العصبي اللاحق لتلك المشابك. أشارت الدراسات الفيزيائية الحيوية إلى أن هذه التأثيرات كانت في المقام الأول بسبب التعديل المستحث بـ 5HT للتيارات الغشائية التي تؤثر بشكل غير مباشر على الاقتران الوصلي عند التلامس المتشابك. لدعم هذه التحليلات التجريبية ، أنشأنا نموذجًا بسيطًا للخلايا العصبية المقترنة لإثبات أن تعديل الاقتران الكهربائي يمكن أن يرجع فقط إلى تأثيرات 5HT على توصيل قناة H. لذلك ، فإن التباين في قوة الاقتران الكهربائي في الدوائر العصبية يمكن أن يحدد التأثير الدوائي لعامل التعديل العصبي.


الخلايا العصبية المقترنة سوما سوما - علم الأحياء

نذكر هنا أنه على عكس ما تم اقتراحه للعديد من الخلايا العصبية للفقاريات ، فإن الإرسال المتشابك في Lymnaea stagnalis يحدث بشكل مستقل عن التفاعل المادي بين قنوات الكالسيوم قبل المشبكي ومكمل وظيفي لبروتينات SNARE. بدلا من ذلك ، انتقال متشابك في ليمنيايتطلب التعبير عن متغير لصق الطرف C منليمنيا متماثل لقنوات الكالسيوم من النوع N و P / Q في الثدييات. نظهر أن المنطقة المقسمة بالتناوب تتفاعل جسديًا مع بروتينات السقالات Mint1 و CASK ، وأن النقل المتشابك قد تم إلغاؤه بعد ضربة قاضية لتداخل RNA لـ CASK أو بعد حقن تسلسلات الببتيد المصممة لتعطيل تفاعلات قناة الكالسيوم Mint1. تشير بياناتنا إلى أن Mint1 و CASK قد يعملان على توطين القنوات غير من النوع L في المنطقة النشطة وأن النقل المتشابك في الخلايا العصبية اللافقارية يستخدم آلية لتحسين دخول الكالسيوم ، والذي يحدث بشكل مستقل عن الارتباط المادي بين قنوات الكالسيوم وبروتينات SNARE .

نشرت ، JBC Papers in Press ، 27 تشرين الثاني (نوفمبر) 2002 ، DOI 10.1074 / jbc.M211076200

تم دعم هذا العمل جزئيًا من خلال المنح التشغيلية المقدمة من المعاهد الكندية لأبحاث الصحة (إلى N. لذلك يجب وضع علامة على المقالة بموجب هذا "الإعلانات"وفقًا لـ 18 U.S.C. القسم 1734 فقط للإشارة إلى هذه الحقيقة.

حاصل على زمالة ما بعد الدكتوراه من برنامج حدود الإنسان في العلوم.

بدعم من مؤسسة التراث ألبرتا لطلبة البحوث الطبية.

حاصل على جائزة الزمالة لما بعد الدكتوراه من المعاهد الكندية للبحوث الصحية.

حاصل على جائزة عالم من مؤسسة تراث ألبرتا للأبحاث الطبية وهو باحث في المعاهد الكندية للبحوث الصحية.


الجهاز العصبي الحسي الجسدي

يتكون النظام الحسي الجسدي من 12 زوجًا من الأعصاب الدماغية و 31 زوجًا من أعصاب العمود الفقري.

الأعصاب القحفية

أعصاب نوع وظيفة
أنا
شمي
حسي الشم (الرائحة)
II
بصري
حسي رؤية
(تحتوي على 38٪ من جميع المحاور المتصلة بالدماغ).
ثالثا
محرك للعين
محرك * عضلات الجفن ومقلة العين
رابعا
بروكلي
محرك * عضلات مقلة العين
الخامس
ثلاثي التوائم
مختلط الحسية: الإحساس بالوجه والفم
المحرك: المضغ
السادس
مبعد
محرك * حركة مقلة العين
سابعا
الوجه
مختلط الحسية: الذوق
المحرك: عضلات الوجه و
الغدد اللعابية
ثامنا
سمعي
حسي السمع والتوازن
التاسع
البلعوم اللساني
مختلط الحسية: الذوق
المحرك: البلع
X
المبهم
مختلط العصب الرئيسي لل
الجهاز العصبي السمبتاوي (PNS)
الحادي عشر
ملحق
محرك ابتلاع تحريك الرأس والكتف
ثاني عشر
تحت اللسان
محرك * عضلات اللسان
الشكل 15.8.4.2 الجهاز العصبي اللاإرادي

يتكون الجهاز العصبي اللاإرادي من الخلايا العصبية الحسية والخلايا العصبية الحركية التي تعمل بين الجهاز العصبي المركزي (خاصة الغدة النخامية و النخاع المستطيل) وأعضاء داخلية مختلفة مثل القلب والرئتين والأحشاء والغدد (كل من الغدد الصماء والغدد الصماء). وهي مسؤولة عن مراقبة الظروف في البيئة الداخلية وإحداث التغييرات المناسبة فيها. يتم التحكم في تقلص كل من العضلات الملساء وعضلة القلب عن طريق الخلايا العصبية الحركية للنظام اللاإرادي. إجراءات الجهاز العصبي اللاإرادي هي إلى حد كبير غير طوعي (على عكس تلك الموجودة في الجهاز الحسي الجسدي). كما أنه يختلف عن النظام الحسي الجسدي لأنه يستخدم مجموعتين من الخلايا العصبية الحركية لتحفيز المؤثرات بدلاً من واحدة. لأول مرة الخلايا العصبية السابقة للعقدة تنشأ في الجهاز العصبي المركزي وتجري إلى عقدة في الجسم. هنا يتشابك مع الخلايا العصبية postganglionic، والتي تمتد إلى العضو المستجيب (عضلة القلب أو العضلات الملساء أو الغدة).

يتكون الجهاز العصبي اللاإرادي من قسمين فرعيين:

  • الجهاز العصبي الودي
  • الجهاز العصبي السمبتاوي.

الجهاز العصبي الودي

الشكل 15.8.4.3 الجهاز العصبي الودي

ال ما قبل العقدة تنشأ الخلايا العصبية الحركية للجهاز السمبثاوي (كما هو موضح باللون الأسود) في الحبل الشوكي. ينتقلون إلى العقد الودية التي يتم تنظيمها في سلسلتين تعملان بالتوازي مع الحبل الشوكي وعلى جانبيهما. يمكن للخلايا العصبية السابقة للعقدة أن تفعل أحد الأشياء الثلاثة في العقدة المتعاطفة:

  • المشبك مع ما بعد العقدة الخلايا العصبية (تظهر باللون الأبيض) والتي تعود بعد ذلك إلى العصب الفقري وتنتقل في النهاية إلى الغدد العرقية وجدران الأوعية الدموية بالقرب من سطح الجسم.
  • مرر لأعلى أو لأسفل السلسلة السمبثاوية وأخيراً التشابك مع الخلايا العصبية التالية للعقدة في العقدة العلوية أو السفلية
  • اترك العقدة عن طريق سلك يؤدي إلى عقد خاصة (مثل الضفيرة الشمسية) في الأحشاء. هنا قد يتشابك مع الخلايا العصبية الودية التالية للعقدة التي تعمل على الجدران العضلية الملساء للأحشاء. ومع ذلك ، فإن بعض هذه الخلايا العصبية السابقة للعقدة تمر مباشرة من خلال هذه العقدة الثانية وإلى النخاع الكظرية. هنا تتشابك مع خلايا ما بعد العقدة المعدلة بشكل كبير والتي تشكل الجزء الإفرازي من النخاع الكظري.

الناقل العصبي للخلايا العصبية المتعاطفة قبل العقدة هو أستيل (ACh). إنه يحفز جهود العمل في الخلايا العصبية التالية للعقدة. الناقل العصبي الذي تطلقه الخلايا العصبية اللاحقة للعقدة هو نورادرينالين (وتسمى أيضا نوربينفرين). يكون عمل النورأدرينالين على غدة أو عضلة معينة مثيرًا في بعض الحالات ، ومثبط في حالات أخرى. في المحطات المثيرة ، قد يتم إطلاق ATP مع النورادرينالين.

ال الافراج عن النورادرينالين

  • يحفز ضربات القلب
  • يرفع ضغط الدم
  • يوسع التلاميذ
  • يوسع القصبة الهوائية والشعب الهوائية
  • يحفز تحلل الجليكوجين و [مدش] تحويل الجليكوجين في الكبد إلى جلوكوز
  • ينقل الدم بعيدًا عن الجلد والأحشاء إلى عضلات الهيكل العظمي والدماغ والقلب
  • يمنع التمعج في الجهاز الهضمي (GI)
  • يمنع تقلص المثانة والمستقيم
  • ويزيد ، على الأقل في الجرذان والفئران ، من عدد مستقبلات AMPA في الحُصين ، وبالتالي يزيد التقوية طويلة المدى (LTP).

باختصار ، فإن تحفيز الفرع السمبثاوي للجهاز العصبي اللاإرادي يهيئ الجسم لحالات الطوارئ: لـ & quotالمكافحة أو الهروب& quot (وربما يعزز ذاكرة الحدث الذي أثار الاستجابة).

تنشيط الجهاز السمبثاوي عام جدا لأنه

  • عادة ما تتشابك الخلايا العصبية السابقة للعقدة مع العديد من الخلايا العصبية اللاحقة للعقدة
  • الافراج عن الأدرينالين من النخاع الكظري إلى الدم يضمن أن جميع خلايا الجسم ستتعرض للتنبيه الودي حتى لو لم تصلها الخلايا العصبية ما بعد العقدة مباشرة.

الجهاز العصبي السمبتاوي

الشكل 15.8.4.4 تحفيز لوي

اكتشف عالم الفسيولوجيا الحائز على جائزة نوبل أوتو لوي (في عام 1920) أن تأثير كل من التحفيز الودي والباراسمبثاوي يتم بواسطة المواد الكيميائية المنبعثة. لقد أزال القلب الحي من الضفدع مع إمداد أعصابه المتعاطفة والباراسمبثاوية سليمة. كما هو متوقع ، أدى تحفيز الأول إلى تسريع القلب بينما أدى تنشيط الثاني إلى إبطائه.

وجد Loewi أن هاتين الاستجابتين ستحدثان في قلب الضفدع الثاني المزود بمحلول ملح مأخوذ من القلب المحفز. التحفيز الكهربائي للعصب المبهم المؤدي إلى القلب الأول لم يبطئ من دقاته فحسب ، بل أدى بعد وقت قصير إلى إبطاء ضربات القلب الثاني أيضًا. تبين فيما بعد أن المادة المسؤولة هي أستيل كولين. أثناء التحفيز الودي ، يتم إطلاق الأدرينالين (في الضفدع).

تحفيز الجهاز السمبتاوي الأسباب

  • تباطؤ ضربات القلب (كما أوضح لوي)
  • خفض ضغط الدم
  • انقباض بؤبؤ العين
  • زيادة تدفق الدم إلى الجلد والأحشاء
  • التمعج في الجهاز الهضمي

باختصار ، يعيد الجهاز السمبتاوي وظائف الجسم إلى طبيعتها بعد أن يتم تغييرها عن طريق التحفيز الودي. في أوقات الخطر ، يهيئ الجهاز السمبثاوي الجسم للنشاط العنيف. يعكس الجهاز السمبتاوي هذه التغييرات عندما ينتهي الخطر. تساعد الأعصاب المبهمة أيضًا في السيطرة على الالتهاب. يحفز الالتهاب الخلايا العصبية الحسية القريبة من المبهم. عندما تصل هذه النبضات العصبية إلى النخاع المستطيل ، يتم ترحيلها مرة أخرى على طول الألياف الحركية إلى المنطقة الملتهبة. يمنع إطلاق الأسيتيل كولين إطلاق السيتوكينات الالتهابية ، على سبيل المثال ، عامل نخر الورم (TNF) ، من البلاعم في الأنسجة الملتهبة.

على الرغم من أن الجهاز العصبي اللاإرادي يعتبر لا إراديًا ، إلا أن هذا ليس صحيحًا تمامًا. يمكن ممارسة قدر معين من السيطرة الواعية عليها كما تم إثباتها منذ فترة طويلة من قبل ممارسي اليوغا والبوذية. خلال فترات التأمل ، من الواضح أن هؤلاء الأشخاص قادرون على تغيير عدد من الوظائف اللاإرادية بما في ذلك معدل ضربات القلب ومعدل استهلاك الأكسجين. هذه التغييرات ليست مجرد انعكاس لانخفاض النشاط البدني لأنها تتجاوز مقدار التغيير الذي يحدث أثناء النوم أو التنويم المغناطيسي.


المواد والأساليب

ثقافة الحيوانات والخلية

اتبعت جميع الإجراءات الخاصة بالحيوانات المعايير التي وضعها المعهد الوطني لإرشادات استخدام الحيوان الصحي في كندا والولايات المتحدة ، وتمت الموافقة عليها من قبل سياسة رعاية الحيوان المؤسسية واستخدامها في جامعة كالجاري وجامعة سانت لويس.

ثقافة الخلايا العصبية القشرية الجرذ

تم إجراء ثقافة الخلايا العصبية القشرية باستخدام جرذان Sprague-Dawley في اليوم الذي ولدت فيه (يوم ما بعد الولادة 0 ، P0). تمت إزالة القشرة الأمامية للفئران وفصلها إنزيميًا بغراء (50 & # x003BCg / ml). لإنشاء تعليق أحادي الخلية ، تم استخدام ماصات زجاجية ذات حجم متناقص للسحن. تم بعد ذلك تخفيف الخلايا العصبية القشرية المنفصلة في وسائط الاستزراع وطليها بكثافة مناسبة على أطباق الثقافة مع أغطية زجاجية مغلفة بـ poly-D-lysine (30 & # x003BCg / ml) و laminin (2 & # x003BCg / ml). بعد استقرار الخلايا لمدة 30 دقيقة ، تمت إضافة 2 مل من وسط المزرعة إلى كل طبق ثقافة. اشتمل وسط الاستزراع على وسط عصبي عصبي ، 2 ٪ B27 ، L-Glutamine (200 ملم) ، 4 ٪ FBS ، والبنسلين الستربتومايسين (Invitrogen). تم الاحتفاظ بالخلايا العصبية القشرية في وسط الثقافة والحفاظ عليها عند 37 & # x000B0C في غرفة حاضنة معيارية محكمة الإغلاق (Billups-Rothenberg) يتم تداولها بالهواء الطبي و 5٪ ثاني أكسيد الكربون. تمت إزالة خمسين بالمائة من وسط الثقافة واستبداله كل 3 & # x020134 يومًا. تم تحضين خلايا التحكم لكل تجربة في نفس البيئة (37 & # x000B0C ، 5 ٪ CO2) كخلايا علاجية.

ليمنيا تشريح العقدة وزراعة الخلية

L. stagnalis تم الاحتفاظ بها في درجة حرارة الغرفة في حوض مائي جيد التهوية مملوء بمياه البركة المفلترة عند درجة حرارة 20 & # x0201322 & # x000B0C على نظام خفيف / مظلم لمدة 12 ساعة وتم تغذيتها بالخس الروماني. لتجارب زراعة الخلايا ، & # x0007E2 & # x020133 عمرها شهر L. stagnalis تم استخدامها بينما تم استخدام حيوانات & # x0007E4 & # x020136 البالغة من العمر شهرًا لإنشاء وسط مكيف للدماغ (CM ، يحتوي على عوامل غذائية). تفاصيل ليمنيا تم وصف إجراءات زراعة الخلايا وتحضيرات CM في المنشورات السابقة (Syed et al. ، 1990 Ridgway et al. ، 1991 Xu et al. ، 2009). باختصار ، تم تخدير الحلزون المقشر لمدة 10 دقائق في محلول ليسترين (إيثانول ، 21.9٪ وميثانول ، 0.042٪) مخفف إلى 10٪ في محلول ملحي عادي (كلوريد الصوديوم 51.3 ملي مولار ، بوكل 1.7 ملي مولار ، كلوريد الكالسيوم2 4.0 ملم ، مجكل2 1.5 مم ، و HEPES 10 مم) ، مضبوطة على الرقم الهيدروجيني 7.9. لجعل CM يحتوي على عامل غذائي ، تم تحضين العقد الحلقية المركزية (الشكل 5A) في وسط محدد (DM L-15 Invitrogen أمر خاص) يحتوي على كلوريد الصوديوم 40 مم ، KCl 1.7 مم ، CaCl2 4.1 ملي MgCl2 1.5 مم ، و HEPES 10.0 مم (12 عقدة / 6.5 مل DM) لمدة 3 أيام على الأقل قبل إزالة العقد وجمع سم. للثقافة L. stagnalis الخلايا العصبية ، عولجت العقد الحلقية المركزية لأول مرة لمدة 21 دقيقة بإنزيم التربسين المحلل للبروتين (2 مجم / مل) المذاب في DM. ثم تم تحضين العقد الحلقية المركزية لمدة 15 دقيقة في محلول DM يحتوي على مثبط التربسين (2 مجم / مل) وبعد ذلك تم تثبيتها على طبق تشريح يحتوي على الأسمولية العالية DM (D- جلوكوز ، 20 ملي مولار). تم استخدام مجهر تشريح للتخيل L. stagnalis العقول والملقط الناعم لإزالة طبقة رقيقة من الغمد المحيط بالعقد. مع الشفط اللطيف من خلال ماصة معالجة Sigmacote ، مصقولة بالحريق متصلة بحلقة ميكروية مملوءة بأسمولية عالية DM ، تمت إزالة الخلايا الفردية من العقد. بمجرد عزلها ، تم وضع الخلايا قبل وبعد المشبكي المحددة جيدًا جنبًا إلى جنب في تكوين سوما سوما وطليها علىإل- أطباق الثقافة المطلية بالليسين المحتوية على وسط كما هو موصوف سابقًا (Meems et al. ، 2003). باختصار ، تم فصل سوما من الخلايا المعزولة يدويًا عن محاورها عبر قطب كهربائي تقليدي داخل الخلايا متصل بجهاز معالجة دقيقة. تم بعد ذلك وضع سوماتا معزولة جنبًا إلى جنب وزراعتها طوال الليل في غياب أو وجود التورين أو CM ، اعتمادًا على التجربة. الخلايا المستخدمة في هذه الدراسة هي الخلايا العصبية الحشوية الظهرية 4 (VD4 ، قبل المشبكي) والدواسة اليسرى الظهرية 1 (LPeD1 ، ما بعد المشبكي) (الشكل 5 ب). تحتوي الخلايا العصبية VD4 على ناقل عصبي أستيل كولين (ACh) ، والخلايا العصبية LPeD1 تعبر عن مستقبلات النيكوتين ACh (nAChR). الخلايا العصبية VD4 و LPeD1 في الجسم الحي تشكل المشابك الكولينية التي تتحكم في السلوك القلبي التنفسي في L. stagnalis (باكيت وآخرون ، 1990).

شكل 1. يعزز التعرض للتوراين نمو الخلايا العصبية القشرية للجرذان ويزيد من عدد الخلايا العصبية والخلايا في المزرعة. تمت زراعة الخلايا العصبية القشرية للجرذان إما في غياب (التحكم) أو وجود توراين بتركيزات مختلفة. (أ) تم التقاط صور تباين الطور في اليوم الثالث في الثقافة. (ب) أدى علاج التورين إلى زيادة كبيرة في النمو الكلي للنيريت في صور تباين الطور. كان إجمالي نمو النوريت للتحكم هو 21،634.2 & # x000B1 1788.7 & # x003BCm ، بالنسبة لـ 50 & # x003BCM توراين كان 39،775.7 & # x000B1 2،056.3 & # x003BCm ، ول 1 ملم تورين كان 47،714.8 & # x000B1 1،222.5 & # x003ص = 0.0007 للتحكم مقابل 50 & # x003BCM توراين ، ص = 0.00009 للتحكم مقابل 1 ملي مولار من التورين ، و ص = 0.04 لـ 50 & # x003BCM مقابل 1 ملم توراين). (ج) كما أدى علاج التورين إلى زيادة كبيرة في عدد أجسام الخلايا لكل صورة مقارنة بعناصر التحكم. كان عدد جسم الخلية 21.7 & # x000B1 1.9 للتحكم ، 36.7 & # x000B1 3.2 لـ 50 & # x003BCM توراين ، و 44.3 & # x000B1 4.1 لـ 1 ملي مول تورين (ص = 0.03 للتحكم مقابل 50 & # x003BCM توراين ، و ص = 0.005 للتحكم مقابل 1 ملي توراين). (د) ومع ذلك ، فإن حساب متوسط ​​طول النورت أظهر اختلافًا غير معنوي بين علاجات التحكم وعلاج التورين. كان متوسط ​​طول النوريت للتحكم 1،004.7 & # x000B1 69.3 & # x003BCm ، بالنسبة لـ 50 & # x003BCM taurine كان 1،102.7 & # x000B1 120.1 & # x003BCm ، ول 1 ملم توراين كان 1،090 & # x000B1 76.1 & # x003BCm (ص = 0.724). (هـ) تم زيادة عدد العصبونات بشكل ملحوظ عندما تمت زراعة الخلايا العصبية القشرية مع التورين في كلا التركيزين. كان عدد neurites في السيطرة 740 & # x000B1 84.9 ، 50 & # x003BCM كان التورين 1،337 & # x000B1 34 ، وكان 1 ملي توراين 1،718.3 & # x000B1 55.6 (ص = 0.001 للتحكم مقابل 50 & # x003BCM توراين ، ص = 0.00007 للتحكم مقابل 1 ملي توراين ، و ص = 0.01 لـ 50 & # x003BCM مقابل 1 ملي مولار من التورين ن = 3 صور لكل علاج كان الاختبار الإحصائي ANOVA أحادي الاتجاه في جميع الحالات). * يشير إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.05 مقابل التحكم **ص & # x0003C 0.01 ، ***ص & # x0003C 0.001 ، ****ص تشير & # x0003C 0.0001 و & # x00023 إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.05 مقابل 50 & # x003BCM توراين.

الشكل 2. & # x003B2-tubulin-المسمى الخلايا العصبية القشرية تكشف عن زيادة في سمك العصبونات بعد علاج التورين. بعد 3 أيام في وسائط غنية بالتوراين (50 & # x003BCM أو 1 مم) أو وسائط خالية ، كانت الخلايا العصبية القشرية ملطخة بعلامة الهيكل الخلوي & # x003B2-tubulin وتم تصويرها. (أ) توضح الصور التمثيلية النمو الواسع للثقافات في جميع العلاجات والتحكم. تشير الأسهم إلى أمثلة على عمليات عصبية واسعة النطاق بينما تُظهر العلامات النجمية روابط قوية. (ب) زاد التورين بتركيزات 50 & # x003BCM و 1 ملي مولار زيادة كبيرة في متوسط ​​سماكة العصبونات الأولية مقارنة بالتحكم. كان متوسط ​​سمك النوريت للتحكم 1.6 & # x000B1 0.09 & # x003BCm ، بالنسبة لـ 50 & # x003BCM تورين كان 2.3 & # x000B1 0.1 & # x003BCm ، ول 1 ملم توراين كان 2.4 & # x000B1 0.2 & # x003BCm (ص = 0.0004 للتحكم مقابل 50 & # x003BCM توراين ، و ص = 0.0002 للتحكم مقابل 1 ملي توراين). (ج) لم تتغير شدة & # x003B2-tubulin بشكل ملحوظ عن طريق أي تركيز من التورين. على وجه التحديد ، كانت كثافة التحكم & # x003B2-tubulin 663.3 & # x000B1 136.2 ، بالنسبة لـ 50 & # x003BCM taurine كانت 694.3 & # x000B1 96.3 ، ول 1 ملم توراين كان 692.5 & # x000B1 58.3 (ص = 0.971 ن = 4 صور لكل علاج وكان عدد الخلايا العصبية التي تم تحليلها 40 و 39 و 30 للسيطرة ، و 50 & # x003BCM توراين ، و 1 ملي مولار تورين ، على التوالي ، كان الاختبار الإحصائي أحادي الاتجاه ANOVA في جميع الحالات). *** يشير إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.001 مقابل التحكم.

الشكل 3. يعزز التورين التعبير عن البروتين قبل المشبكي والنقاط قبل المشبكية في الخلايا العصبية القشرية للجرذان. تمت زراعة الخلايا العصبية القشرية باستخدام 50 & # x003BCM توراين ، 1 ملي مولار تورين ، أو بدون توراين (تحكم) لمدة 10 أيام للسماح بتطوير شبكات ناضجة. في اليوم العاشر ، تم إصلاح الخلايا وتلطيخها بأجسام مضادة ضد بروتين سينابتوفيسين البروتين قبل المشبكي وبروتين كثافة مستقبلات ما بعد المشبك PSD95. تم الحصول على الصور باستخدام الفحص المجهري متحد البؤر وتم تحليل الشبكات الكاملة (صور الفلورسنت الكاملة) من أجل كثافة البروتين المتشابك ، والنقاط ، والتلوين. (أ) تُظهر الصور المناعية التمثيلية تلطيخ البروتينات المشبكية للتحكم ، 50 & # x003BCM ، 1 ملي مولار من الخلايا العصبية القشرية المعالجة بالتورين. (قبل الميلاد) أدت إضافة 1 ملي توراين إلى وسائط الثقافة إلى زيادة كبيرة في شدة تعبير synaptophysin مع عدم تغيير كثافة PSD95 بشكل كبير. على وجه التحديد ، كانت شدة الفلورسنت لـ synaptophysin المتحكم فيها 257.6 & # x000B1 20.7 ، في التورين عند 50 & # x003BCM كانت 417.3 & # x000B1110 ، وفي التورين عند 1 مم كان 551.1 & # x000B1 39.6 (ص = 0.02 للتحكم مقابل 1 ملم توراين). كانت شدة التألق لـ PSD95 في التحكم 311.9 & # x000B1 30.5 ، في التورين عند 50 & # x003BCM كانت 297.1 & # x000B1 59.5 ، وفي التورين عند 1 ملم كان 431.9 & # x000B1 44.3 (ص = 0.108). (د ، هـ) تم قياس عدد نقاط synaptophysin قبل المشبكي و PSD95 بعد المشبكي في صورة الفلورسنت بواسطة البرنامج المساعد ImageJ SynQuant. حدث التغيير المهم الوحيد في عدد النقاط بعد 1 ملي مولار من العلاج بالتوراين لنقاط السينابتوفيسين. على وجه التحديد ، كان عدد نقاط synaptophysin في التحكم 692.8 & # x000B1 63.3 ، في التورين عند 50 & # x003BCM كان 832.3 & # x000B1 63.3 ، وفي التورين عند 1 ملم كان 881.7 & # x000B1 20.7 (ص = 0.03 للسيطرة مقابل 1 ملي توراين). كان عدد PSD95 نقطة في التحكم هو 226.8 & # x000B1 35.3 ، في التورين عند 50 أوم كان 287.5 & # x000B1 95.6 ، وفي التورين عند 1 ملم كان 260.2 & # x000B1 11.8 (ص = 0.743). (F) تم استخدام SynapCountJ ، وهو ملحق ImageJ ، لتحديد نقاط الاشتباك العصبي (لكل & # x003BCm 2) عبر كولوكلونيزين سينابتوفيسين و PSD95 في نيوريتيس تتبع. لم يكن هناك فرق كبير في عدد نقاط الاشتباك العصبي بين العلاجات. كان عدد خلايا التحكم من نقاط الاشتباك العصبي (لكل & # x003BCm 2) 0.55 & # x000B1 0.07 ، 50 & # x003BCM كان التورين 0.59 & # x000B1 0.08 ، وكان 1 ملم توراين 0.56 & # x000B1 0.05 (ص = 0.904 ن = 4 صور للتحكم و 50 & # x003BCM الخلايا العصبية المعالجة بالتوراين ن = 6 صور لـ 1 ملي مولار من الخلايا العصبية المعالجة بالتورين ، كان الاختبار الإحصائي هو ANOVA أحادي الاتجاه في جميع الحالات). * يشير إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.05 مقابل التحكم.

الشكل 4. في العصبونات ، يزيد التركيز العالي من التورين (1 ملي مولار) من شدة ونقطة ما قبل المشبكي مع الحفاظ على النقاط بعد المشبكية غير متأثرة. تم فحص معلمات Puncta في neurites عن طريق تكبير 1،000 & # x003BCm 2 neurite الأساسي الممتد من خلية عصبية هرمية واستخدام البرنامج المساعد ImageJ SynQuant. (أ) تُظهر صور الفلورسنت التمثيلية مثالاً على 1،000 & # x003BCm 2 ، نيوريت مكبرة من خلية عصبية معالجة بالتورين 50 & # x003BCM. (ب) تم قياس شدة synaptophysin puncta في الصورة المقطوعة والنيريتية وأظهرت زيادة كبيرة في 1 ملي مولار من الخلايا العصبية المعالجة بالتورين. كانت شدة نقاط synaptophysin في السيطرة 159.7 & # x000B1 4.0 ، وكان 50 & # x003BCM توراين 163.6 & # x000B1 3.7 ، وكان 1 ملم توراين 203.4 & # x000B1 2.4 (ص & # x0003C 0.00001 للتحكم مقابل 50 & # x003BCM توراين ، و ص & # x0003C 0.00001 لـ 50 & # x003BCM توراين مقابل 1 ملم توراين). (ج) انخفضت شدة PSD95 نقطة بشكل ملحوظ في العصبونات المستزرعة في 50 & # x003BCM تورين. كانت شدة PSD95 نقطة التحكم 116.2 & # x000B1 4.0 ، في 50 & # x003BCM توراين كان 97.6 & # x000B1 3.6 ، وفي 1 ملم توراين كان 117 & # x000B1 2.9 (ص = 0.002 للتحكم مقابل 50 & # x003BCM توراين ، و ص = 0.0001 لـ 50 & # x003BCM توراين مقابل 1 ملم توراين). (د ، هـ) لم يختلف عدد نقاط synaptophysin قبل المشبكي و PSD95 puncta بعد المشبكي اختلافًا كبيرًا بين أي علاجات. على وجه التحديد ، كان عدد نقاط synaptophysin puncta 22.8 & # x000B1 2.3 للتحكم ، و 25.3 & # x000B1 2.6 لـ 50 & # x003BCM taurine ، و 22.3 & # x000B1 2.4 لـ 1 مم تورين (ص = 0.684). كان عدد PSD95 puncta هو 7.9 & # x000B1 1.3 للتحكم ، 8.6 & # x000B1 1.5 لـ 50 & # x003BCM taurine ، و 9 & # x000B1 1.2 لـ 1 ملم توراين (ص = 0.852). (F) تم قياس منطقة synaptophysin puncta وأدت إلى زيادة ملحوظة في الخلايا العصبية المعالجة بالتورين 1 ملي مولار. كانت منطقة نقاط synaptophysin للتحكم هي 3.8 & # x000B1 0.2 & # x003BCm 2 ، بالنسبة لـ 50 & # x003BCM taurine كانت 4.3 & # x000B1 0.2 & # x003BCm 2 ، وبالنسبة إلى 1 ملي مولار كان التورين 5.8 & # x000B1 0.3 & # x003BCm 2 (ص & # x0003C 0.00001 للتحكم مقابل 1 ملي مولار من التورين ، و ص = 0.00002 لـ 50 & # x003BCM توراين مقابل 1 ملم توراين). (ز) أدى علاج التورين عند 50 & # x003BCM إلى خفض منطقة PSD95 نقطة النقاط ، مما أدى إلى زيادة ملحوظة في منطقة النقاط التي تبلغ 1 ملي مولار من العصبونات المعالجة بالتورين مقارنةً بعلاج 50 & # x003BCM. كانت مساحة PSD95 puncta 5.3 & # x000B1 0.7 & # x003BCm 2 للتحكم ، 4.4 & # x000B1 0.3 & # x003BCm 2 لـ 50 & # x003BCM taurine ، و 6.4 & # x000B1 0.5 & # x003BCm 2 لـ 1 ملم توراين (ص = 0.01 لـ 50 & # x003BCM توراين مقابل 1 ملم توراين ن = 13 ، 15 ، و 22 صورًا تم اقتصاصها ، تم تحليلها. كانت مساحة PSD95 نقطة للتحكم كانت 50 & # x003BCM توراين ، و 1 ملي مولار توراين ، على التوالي ، كان الاختبار الإحصائي أحادي الاتجاه ANOVA في جميع الحالات). ** يشير إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.01 مقابل التحكم ، *****ص & # x0003C 0.00001 ، و & # x00023 تشير إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.05 مقابل 50 & # x003BCM توراين ، & # x00023 & # x00023 & # x00023 ص & # x0003C 0.001 ، & # x00023 & # x00023 & # x00023 & # x00023 ص & # x0003C 0.0001 ، و & # x00023 & # x00023 & # x00023 & # x00023 & # x00023 ص & # x0003C 0.00001.

الشكل 5. التعرض الحاد لـ ليمنيا الخلايا العصبية المركزية لتورين يغير استثارة اثنين من الخلايا العصبية المكونة للمشبك. (أ) L. stagnalis تم تشريح العقدة الحلقية المركزية. (ب) لفحص ما إذا كان التعرض الحاد لتركيز عالٍ من التورين يؤثر على استثارة الخلايا العصبية و / أو انتقال متشابك ، محدد جيدًا L. stagnalis تمت زراعة أزواج الخلايا العصبية VD4-LPeD1 قبل وبعد المشبكي والسماح لها بتكوين المشابك (ن = 4). (ج) كشفت التسجيلات داخل الخلايا أن إمكانات العمل قبل المشبكي أثارت أنشطة كهربائية في الخلايا العصبية بعد المشبكي ، وتم تهدئتها بعد التعرض للتوراين عند 2.5 ملي مولار. ومن المثير للاهتمام ، أن إمكانات ما بعد المشبك (PSPs) ظلت طوال وجود التوراين ، مما يشير إلى أن التوراين يمكن أن يعدل بشكل انتقائي تغير الاستثارة العصبية مع السماح للإرسال المتشابك بالحدوث بين اثنين من الخلايا العصبية المتشابكة. (د) في حالة الراحة ، تسبب التورين في حدوث تغيير أكبر بكثير في إمكانات الغشاء المفرط الاستقطاب (& # x00394mV) في الخلايا العصبية LPeD1 (7.14 & # x000B1 0.5 مللي فولت) من ذلك في الخلايا العصبية VD4 (2.37 & # x000B1 1.6 mV طالب اختبار t, ص = 0.049 ن = 3). تشير قيم الاتجاه السلبي والمحور Y إلى عمل مفرط الاستقطاب للتوراين على إمكانات غشاء الراحة لـ VD4 و LPeD1. (هـ) حدث فرط الاستقطاب في الخلايا العصبية LPeD1 إما في خلايا LPeD1 الهادئة أو النشطة. تشير الخطوط المنقطة إلى المستويات المحتملة للغشاء القاعدي. * يشير إلى مستوى أهمية ص & # x0003C 0.05.

الكيمياء المناعية والفحص المجهري متحد البؤر

تم إجراء التلقيح المناعي لفحص التغيرات المورفولوجية في الهيكل الخلوي والبروتينات المشبكية للخلايا العصبية القشرية المزروعة لمدة 3 أيام و 10 أيام على التوالي. تم إصلاح الخلايا العصبية بنسبة 4٪ بارافورمالدهيد و 15٪ حمض بيكريك لمدة ساعة عند درجة حرارة الغرفة. تم إجراء نفاذية الثقافات الثابتة عن طريق الحضانة لمدة ساعة واحدة في وسط حضانة يحتوي على 5 ٪ من مصل الماعز و 0.1 ٪ Triton X. ثم تم تحضين الخلايا بالأجسام المضادة الأولية للأرنب المضاد للسينابتوفيسين (1: 500 ، Abcam) والفأر مضاد PSD95 (1 : 2000 NeuroMab) لدراسة تطور البروتينات المشبكية. تم تطبيق الأجسام المضادة الأولية في 4 & # x000B0C بين عشية وضحاها. بعد غسل 3 & # x000D7 مع 1 & # x000D7 PBS ، تم تطبيق الأجسام المضادة الثانوية AlexaFluor 488 goat anti-rabbit IgG (1: 200 Invitrogen) و AlexaFluor 546 goat anti-mouse IgG (1: 200 Invitrogen) لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة. تم استخدام الفأر المضاد - & # x003B2-tubulin (1: 500 Invitrogen) لدراسة تطور بروتينات الهيكل الخلوي. تم غسل المستحضرات 3 & # x000D7 في 1 & # x000D7 PBS وتركيبها بوسائط تركيب MOWIOL. تم استخدام مجهر زايس متحد البؤر (LSM 510 ميتا ، زايس ، ألمانيا) لالتقاط صور مضان. بقيت معلمات الحصول على الصور مثل أوقات التعرض ، وإعدادات الكسب ، وشدة الليزر ، وحجم الثقب ، وما إلى ذلك ، كما هي بين ثقافات التحكم والثقافات المعالجة.

تتبع ImageJ Neurite وتحليل النقاط المتشابكة

تم استخدام ImageJ لتحليل تباين الطور والصور المناعية للخلايا القشرية. تم استخدام المكون الإضافي ImageJ NeuronJ لقياس نمو العصبونات في صور تباين الطور للخلايا العصبية القشرية 3 أيام في الثقافة كما هو موضح سابقًا (Meijering et al. ، 2004 Pemberton et al. ، 2018). تمت برمجة NeuronJ لإخراج ثمرة النوريت الكلي (& # x003BCm) وعدد الخلايا العصبية لكل صورة تباين طوري. لذلك ، بعد حساب العدد الإجمالي لأجسام الخلايا لكل صورة ، تم حساب متوسط ​​طول النوريت عن طريق قسمة الناتج الكلي للنيريت على العدد الإجمالي لأجسام الخلايا. باستخدام & # x003B2-tubulin يوم الملون الفلوريسنتلي ثلاثة الخلايا العصبية القشرية ، تم استخدام ImageJ لتحديد كثافة & # x003B2-tubulin (إخراج IntDen ناتج المنطقة ويعني القيمة الرمادية) لكل صورة. من نفس & # x003B2-tubulin الصور العصبية الملطخة الفلورية ، تم تحديد الخلايا العصبية الأولية الممتدة من الخلايا العصبية الهرمية. تم قياس أثخن جزء من كل نيريت لمقارنة متوسط ​​سماكة النوريت. باستخدام هذه الطريقة ، تم قياس 30 & # x0201340 من العصبونات الأولية للسمك في كل علاج.

كانت الخلايا العصبية القشرية مزروعة خالية من التوراين أو مع 50 & # x003BCM أو 1 ملي مولار من التورين ، وتم تمييزها بشكل فلوري مع علامة ما قبل المشبكي synaptophysin وعلامة ما بعد المشبك PSD95 بعد 10 أيام في الثقافة ، وتم تصويرها. تم قياس شدة Synaptophysin و PSD95 الفلورية في ImageJ كما هو موصوف لـ & # x003B2-tubulin أعلاه. تم استخدام المكون الإضافي ImageJ SynapCountJ لقياس عدد نقاط الاشتباك العصبي (تحديد موقع synaptophysin و PSD95) لكل منطقة من النوريت المتتبع كما هو موضح سابقًا (Mata et al. ، 2016). تم قياس معلمات النقاط المتشابكة باستخدام البرنامج المساعد ImageJ SynQuant (Wang et al. ، 2020). لإلقاء نظرة على قياسات نقاط السينابتوفيسين (قبل المشبكي) و PSD95 (ما بعد المشبكي) في مجالات الرؤية بأكملها (العديد من الشبكات العصبية مجتمعة) ، تم تحليل صور الفلورسنت غير المقطوعة بواسطة SynQuant ، وتم إخراج عدد synaptophysin و PSD95 نقطة. للتركيز على العصبونات مباشرة ، تم تحديد العصبونات الأولية الممتدة من الخلايا العصبية الهرمية. تم وضع مربع 50 & # x003BCm & # x000D7 20 & # x003BCm في بداية العصبونات الهرمية الأولية (التي تمتد مباشرة من جسم الخلية) وتم اقتصاصها لإنشاء منطقة 1،000 & # x003BCm 2 من نيوريت مكبرة. بهذه الطريقة ، تم قياس 13 & # x0201322 neurites لكل علاج. تم تحليل صور النوريت بواسطة SynQuant لقياس عدد وكثافة ومساحة synaptophysin و PSD95 puncta.

الفيزيولوجيا الكهربية

تم استخدام تقنيات التسجيل داخل الخلايا للتحقيق في استثارة الخلايا العصبية وعلم وظائف الأعضاء المشبكي بين الزوجين ليمنيا الخلايا العصبية. تم سحب الأقطاب الكهربائية الدقيقة الزجاجية (أدوات الدقة العالمية بقطر داخلي 1.5 مم) باستخدام مجتذب ماصة عمودي (موديل 700C ، David Kopf Instruments). تم ردم الأقطاب الكهربائية بمحلول مشبع من K2وبالتالي4 لإنتاج مقاومة طرف تتراوح من 30 إلى 60 ميغا أوم. Neurons were viewed under an inverted microscope (Axiovert 200 M Zeiss) and impaled by Narishige micromanipulators (MO-202, Narishige). Electrical signals were amplified with a Neuro data amplifier (Neuron Data Instrument Corp) and recorded with the Axoscope program (Axon Instruments).

باستخدام Lymnaea synapse model in combination with intracellular recording techniques, we asked the following questions: Does taurine affect synapse formation (synaptogenesis), synaptic transmission, and synaptic plasticity between Lymnaea neurons? Does taurine exhibit synergistic actions with trophic factors to affect synaptic properties in invertebrate neurons? Does taurine act on the presynaptic or postsynaptic site?

Synaptogenesis Experiments

To evaluate the effects of taurine on synapse formation, presynaptic visceral dorsal 4 (VD4) and postsynaptic left pedal dorsal 1 (LPeD1) cells in L. stagnalis were paired and cultured in the absence or presence of 1 mM taurine (Sigma-Aldrich) in DM (no trophic factors) or CM (with trophic factors) overnight. Intracellular recordings were made the next day to monitor the development of synapses by recording postsynaptic potentials (PSPs) in the LPeD1 cell following the presynaptic stimulus. Current injection-induced action potentials in the presynaptic VD4 neuron triggered 1:1 PSPs in the postsynaptic LPeD1 neuron, indicating the formation of functional synapses. The current injection was made using a built-in current injector (Dual Channel Intracellular Recording Amplifier IR-283 Cygnus Technology, Delaware Water Gap, PA, USA). Averages of four successive PSPs measured from treated and untreated control groups were compared to determine the effects of taurine on the incidence and strength of synapse formation. The percentage of synapse formation was determined as the number of pairs that exhibited quantifiable transmission of stimuli between cells out of the total number of pairs that were treated.

Synaptic Transmission Experiments

To evaluate the effects of taurine on synaptic transmission at established synapses, VD4-LPeD1 neurons were cultured in the absence or presence of taurine (1 mM) in DM or CM overnight. Electrophysiological recordings were collected as described above to determine baseline synapse strength. Average amplitudes of PSPs were measured from control or treatments and compared to determine the effects of taurine, CM, or their combination on the strength of the synaptic transmission. The membrane potential of the LPeD1 neuron was maintained at � mV by current injection to enable a comparative evaluation of synapse strength.

Synaptic Plasticity (Post-tetanic Potentiation) Experiments

VD4-LPeD1 neurons were soma-soma juxtaposed and cultured in the absence (control) or presence of treatment overnight. Induced action potentials in the VD4 neuron triggered 1:1 PSPs in the postsynaptic LPeD1 neuron. Following a tetanic stimulation (a tetanic burst at 10 Hz), the PSP amplitude post-tetanus (pPSP) was substantially potentiated. The increase in the pPSP/PSP ratio is defined as (PTP as shown in Figures 6, 7), which underlies short-term synaptic plasticity. The pPSP/PSP values were recorded in neurons cultured in the absence (control) or presence of taurine (1 mM) in DM or CM. The tetanic stimulation was generated by injecting a square depolarizing current pulse in a duration of about 2 s into the presynaptic cell to elicit 12� action potentials, a well-defined stimulation paradigm for inducing consistent PTP as described in previous studies (Luk et al., 2011).

الشكل 6. Taurine enhances the development and strength of functional synapses between L. stagnalis central neurons but does not affect the postsynaptic response of exogenously applied transmitter. (أ ، ب) Representative recordings show the responses of cell pairs cultured without taurine (control) and with 1 mM taurine. Asterisks denote peaks of PSPs. (ج) Quantification of the incidence of synapse formation (reflected by the percent of cell pairs exhibiting 1:1 ratio of presynaptic action potential: postsynaptic cell PSPs) demonstrated that taurine enhances synaptic incidence. Specifically, 53% of control pairs formed synapses while 100% of 1 mM taurine-treated pairs formed synapses (ن = 15 for control and ن = 10 for 1 mM taurine Fisher’s exact test, ص = 0.02019). (د) Statistical analyses of the efficacy of synaptic transmission (the mean amplitudes of PSPs) showed taurine significantly enhances synaptic transmission strength. The control PSP was 4.74 ± 0.54 mV and 1 mM taurine was 9.78 ± 0.79 mV (ن = 8 for control and ن = 10 for 1 mM taurine student ر-اختبار، ص < 0.00001). (هـ) Post-tetanic potentiation (PTP) ratio of postsynaptic potential before and after tetanic stimulation (PSP to pPSP ratio) was not significantly different between control neurons and neurons treated with taurine. The control PTP ratio was 2.58 ± 0.32 and 1 mM taurine was 2.7 ± 0.25 (ن = 8 for control and ن = 10 for 1 mM taurine student ر-اختبار، ص = 0.7684). The dotted line in B indicates an example of PTP in which the pPSP after high-frequency stimulation is higher than PSP before high-frequency stimulation. (F) To determine if taurine-induced increases in Lymnaea synaptogenesis and transmission involves the promotion of expression or function of postsynaptic transmitter receptors, LPeD1 cells were cultured in the absence or presence of taurine overnight. Intracellular recordings were made the next day and ACh (1 μM) was pressure-injected onto the cell bodies of LPeD1 while neurons were held at � mV. There was no significant difference between membrane potential responses in taurine-free (15.34 ± 1.46 mV ن = 17) and taurine-treated (12.99 ± 1.32 mV ن = 10) neurons (student اختبار t, ص = 0.2393). (ز) Examples of raw traces of postsynaptic membrane potential response to exogenously applied ACh in a neuron cultured in the absence or presence of taurine (1 mM). *Indicates a significance level of ص < 0.05, and *****ص < 0.00001.

الشكل 7. Taurine nonsignificantly increases L. stagnalis neuron synapse formation, transmission, and plasticity in medium rich with trophic factors. L. stagnalis neurons were paired in a soma-soma configuration and cultured in medium containing L. stagnalis derived neurotrophic factors in Lymnaea brain conditioned medium (CM) alone or CM plus 1 mM taurine (CM + taurine). Intracellular recordings were made from the cell pairs. (أ ، ب) Representative recordings show the responses of L. stagnalis cell pairs cultured in CM alone or CM + taurine. (ج) Incidence of synapse formation was calculated as the percentage of cell pairs forming a 1:1 ratio of presynaptic action potential to postsynaptic PSP cells cultured in CM + taurine formed strong synapses in all the pairs (100%) examined, while 87.5% of the pairs formed synapses in CM alone (ن = 5 for CM and ن = 8 for CM + taurine Fisher’s exact test, ص = 1). (د) Average peak amplitudes of PSPs of cells cultured in CM + taurine was increased compared to cells cultured in CM alone. PSP in CM cultured cells was 7.40 ± 0.74 mV while PSP in CM + taurine cultured cells was 8.75 ± 1.44 mV (ن = 7 for CM and ن = 5 for CM + taurine student ر-اختبار، ص = 0.4107). (هـ) The ratio of postsynaptic potential before and after tetanic stimulation (PTP ratio) was larger in pairs cultured in CM + taurine than those cultured in CM alone, although this was not significant. PTP ratio for CM was 2.69 ± 0.46, and PTP ratio for CM + taurine was 4.05 ± 1.43 (ن = 7 for CM, and ن = 5 for CM + taurine student ر-اختبار، ص = 0.4069). The dotted line in (أ) shows the increase in pPSP after high-frequency stimulation.

ACh Puffing Experiments

To further elucidate if taurine’s action on synapse development and synaptic transmission involves the regulation of postsynaptic nAChRs, the transmitter ACh (1 μM) was pressure-applied (15 Psi, 100 ms duration) onto LPeD1 neurons to mimic transmitter release through a glass pipette (ߢ μm tip in diameter) which was connected to a PV800 Pneumatic Picopump (World Precision Instruments). Intracellular recordings were made on LPeD1 cells (held at � mV) to monitor the membrane potential change in response to the puffed ACh. The pipette containing ACh was placed at a distance of about two soma-lengths from LPeD1 to avoid mechanical disturbance.

ACh (A-2661), taurine (T8691), and all other chemicals were purchased from Sigma Aldrich (Saint Louis, MO, USA).

تحليل احصائي

ImageJ was used to analyze morphological structures of neurites and synapses in cortical neurons with phase-contrast images and immunofluorescent-labeled β-tubulin, synaptophysin, and PSD95. Mini Analysis software (Synaptosoft) was used to measure the amplitudes of PSPs. RStudio was used to run statistical significance tests. Data were statistically analyzed using Fisher’s exact test, student ر-tests, one-way analysis of variance (ANOVAs), and Tukey’s HSD Post hoc tests as appropriate. Values were considered statistically significant at the level of ص < 0.05. The data are presented as mean ± S.E.M. Each experiment was replicated a minimum of three times the actual number of replicates for each experiment is described in the text or listed in the corresponding figure legend. All graphs/figures were made using GraphPad Prism 8.4.2 and Adobe Photoshop 2020.


الأعصاب الدماغية

Humans have 12 cranial nerves, nerves that emerge from or enter the skull (cranium), as opposed to the spinal nerves, which emerge from the vertebral column. Each cranial nerve has a name. Some cranial nerves transmit only sensory information. For example, the olfactory nerve transmits information about smells from the nose to the brainstem. Other cranial nerves transmit almost solely motor information. The oculomotor nerve controls the opening and closing of the eyelid and some eye movements. Other cranial nerves contain a mix of sensory and motor fibers. For example, the glossopharyngeal nerve has a role in both taste (sensory) and swallowing (motor).

الشكل ( PageIndex <1> ): الأعصاب الدماغية: The human brain contains 12 cranial nerves that receive sensory input and control motor output for the head and neck.


الناقلات العصبية

Neurotransmitters are an essential part of our everyday functioning. While it is not known exactly how many neurotransmitters exist, scientists have identified more than 100 of these chemical messengers.

The following are just a few of the major neurotransmitters, their known effects, and disorders they are associated with.

Acetylcholine: Associated with memory, muscle contractions, and learning. A lack of acetylcholine in the brain is associated with Alzheimer’s disease.

Endorphins: Associated with emotions and pain perception. The body releases endorphins in response to fear or trauma. These chemical messengers are similar to opiate drugs such as morphine but are significantly stronger.

Dopamine: Associated with thought and pleasurable feelings. Parkinson’s disease is one illness associated with deficits in dopamine.   Doctors may prescribe medications that can increase dopamine activity in the brain. One category is dopamine agonists, which mimic the effects of dopamine.

Another type of agent is levodopa, which is converted into dopamine in the brain. They each carry their own relative benefits and side effects. Researchers also have found strong links between schizophrenia and excessive amounts of dopamine in certain parts of the brain.


Genes involved in synaptogenesis

In contrast with the cellular and molecular makeup of synaptic architecture, little is known about the genetic machinery that orchestrates synaptogenesis in the nervous system. A recent flurry of activity in this area of developmental neuroscience has resulted in the identification and characterization of various synapse-specific genes and their products at the NMJ. Specifically, mutation of a gene termed late bloomer, which is involved in synapse formation in ذبابة الفاكهة, delayed, but did not prevent synapse formation ( Kopczynski وآخرون. 1996). In addition, in the highwire (hiw) ذبابة الفاكهة mutant, elaborate synapses are formed, both in numbers of synaptic boutons and lengths of synaptic branches ( Wan وآخرون. 2000 ). Although these exuberant synapses have reduced quantal contents, the ultrastructure, axonal pathfinding and synapse formation appeared normal. في ال C. ايليجانس homologue of hiw, rpm-1, loss of function mutations produce abnormalities of presynaptic terminals at the GABAergic NMJ ( Zhen وآخرون. 2000 ). خاصة، rpm-1 is believed to regulate either the spatial arrangement of synapses or restrict the formation of presynaptic structures to localized areas. The involvement of rpm-1 in the regulation of synaptic growth was also demonstrated independently by Schaefer وآخرون. (2000) . Finally, a gene termed futsch has been shown to regulate synaptic organization at the ذبابة الفاكهة NMJ ( Roos وآخرون. 2000 ). Futsch mutations were shown to reduce synaptic microtubular organization, and reduce bouton numbers, while increasing their size.

Although perturbations of all of the above genes resulted in aberrant morphological organization of synapses, they did not appear to block synapse formation completely. Moreover, in contrast with the identification of synapse-specific genes at the NMJ, very little is known about genes that regulate synapse formation in the CNS. A notable exception is the work of van Kesteren وآخرون. (2001) , who identified a human homologue of the MEN1 tumour suppressor gene in Lymnaea, which codes for the trascription factor menin. Menin was shown subsequently to be a critical mediator of synapse formation between soma-soma paired Lymnaea neurons (van Kesteren وآخرون. 2001 ). This study showed that the MEN1 gene was upregulated during synapse formation between identified neurons in cell culture and antisense knockdown of MEN1 mRNA blocked the formation of functionally mature synaptic connections. Moreover, using immunocytochemistry and cell-specific antisense knockdown of MEN1 mRNA, we demonstrated that postsynaptic, but not presynaptic, expression was required for synapse formation. This study now opens the possibility that various synapse-specific genes can indeed be identified, characterized and manipulated in the CNS.

While invertebrate systems such as Lymnaea have been well suited for studying synaptic physiology during synapse formation and have yielded important insights into the genetic determinants of synapse formation, other model systems promise more detailed analysis of the genetic and molecular determinants of synapse formation. The completion of the ذبابة الفاكهة, C. ايليجانس, and mouse genomes will enable the use of large-scale DNA microarray techniques to study the dynamic changes in gene expression during developmental periods of neurogenesis, differentiation and synapse formation. In the mouse hippocampus, more than 1900 genes were shown to be dynamically regulated during critical periods of embryonic and postnatal development when neurons are born and begin to establish functional synapses with target neurons ( Mody وآخرون. 2001 ). Among the many genes that were found to be differentially regulated during this period of nervous system development were those coding for synaptic vesicle proteins (VAMP2 and synaptophysin), neurotrophic factors (BDNF), transmitter receptors (glutamate receptor subunits GluR1, GluR2, NR1, and muscarinic acetylcholine receptor subunit M1), signal transductions enzymes and proteins (calcineurin B, ras, RAB-3A), and transcription and translation regulators (DNA binding protein SMBP2, transcription factor Sox-M). Not surprisingly, there was also a gradual increase in genes necessary for glucose metabolism as the brain's energy requirements shift from ketone in the neonate to glucose in adult animals.

The use of microarrays to screen for genes that are dynamically regulated during nervous system development and synapse formation complements the growing understanding of genetic mechanisms of synapse formation from mouse, fly and worm knockouts that are fatal due to the lack of synaptic transmission or display malfunctions in synapse formation and synaptic function ( Brenner, 1974 Aravamudan وآخرون. 1999 Verhage وآخرون. 2000 Godenschwege وآخرون. 2002 Ho وآخرون. 2003 Shin وآخرون. 2003 ). There is no substitute, however, for precisely manipulating the expression of particular genes in a single cell to deduce the impact of such perturbations on synapse formation. As genetic information and tools are becoming more prevalent in model systems such as Lymnaea, it has been possible to use antisense and RNA interference techniques to knock down particular genes thought to be involved in synapse formation ( van Kesteren وآخرون. 2001 Korneev وآخرون. 2002 Spafford وآخرون. 2003 ). This approach may yield further information about the site of action (pre- ضد.postsynaptic neuron) and hierarchy of genes that control synapse formation. Continued use of genetic screens at the level of single-cell analysis will provide a comprehensive picture of how various genes interplay temporally to regulate synapse formation.


Study shows how some neurons compensate for death of their neighbors

IMAGE: All motor neurons and interneurons in the larval spinal cord are labeled with horse radish peroxidase (magenta). The subset of motor neurons used in this study is labeled with a transgenic reporter. view more

Credit: Robert Carrillo, PhD, and Yupu Wang

Our brains are complicated webs of billions of neurons, constantly transmitting information across synapses, and this communication underlies our every thought and movement.

But what happens to the circuit when a neuron dies? Can other neurons around it pick up the slack to maintain the same level of function?

Indeed they can, but not all neurons have this capacity, according to new research from the University of Chicago. By studying several neuron pairs that innervate distinct muscles in a fruit fly model, researchers found that some neurons compensate for the loss of a neighboring partner.

The results, published February 17, 2021, in the مجلة علم الأعصاب, are a step in the direction of understanding the plasticity of the brain and using that knowledge to better understand not only normal development, but also neurodegenerative diseases.

"Now that we know that some neurons can compensate when other neurons die, we can ask whether this process can also happen in neurological diseases," said Robert Carrillo, PhD, assistant professor of Molecular Genetics and Cell Biology and corresponding author of the paper.

Because the human brain is incredibly complex, researchers use the comparatively simple fruit fly model to investigate fundamental neuroscience concepts that could potentially translate to our higher-order brains.

To better understand how the brain adapts to structural and functional changes, Carrillo and graduate student Yupu Wang examined the fruit fly's neuromuscular system, where each muscle is innervated by two motor neurons. While it is known that neurons can alter their activity when perturbations happen at their own synapses, a process known as synaptic plasticity, they wondered what would happen if one neuron was removed from the system. Would the other neurons respond and compensate for this loss?

It's not an easy question to answer: Removing single neurons without simultaneously destroying other neurons is difficult, and it is also difficult to measure a single neuron's baseline activity. The researchers solved this by expressing cell death-promoting genes in a very specific subset of motor neurons. They then used imaging and electrophysiological recordings to isolate the activity of the single remaining neuron in the pair.

In one muscle, they found that the remaining neuron expanded its synaptic arbor and compensated for both the spontaneous and evoked neurotransmission of its missing neighbor. When the researchers performed the same procedure on two other muscles, however, they found that the remaining neuron did not compensate for the loss of its neighbor.

"It appears that some neurons have the ability to detect and compensate for their neighboring neuron, and others do not," said Wang, who is doing his graduate studies in the Committee on Development, Regeneration and Stem Cell Biology.

That could be because, as the researchers found, each neuron has different functional properties. The neuron that compensated for the loss of its neighbor also contributed most to the overall activity of the muscle under baseline conditions.

This still left the researchers with an intriguing question: How does the remaining neuron know how much to compensate? They hypothesized that the neuron pairs work together to establish a "set point" for activity upon circuit formation. Indeed, they found that if the neuron's neighbor never forms synapses - if the system never knew it was supposed to get information from two neurons - then the remaining neuron will not compensate.

That leaves hope that further studies could help illuminate whether neurons whose neighbors are affected by neurogenerative diseases like amyotrophic lateral sclerosis (ALS), which causes progressive neuron death and loss of muscle function, could show synaptic plasticity.

Next the researchers are studying the mechanism that causes the compensation. They hope to better understand how the signal that the neuron has died is sent, and how that signal in turn causes the other neuron to compensate.

The study, "Structural and Functional Synaptic Plasticity Induced by Convergent Synapse Loss in the Drosophila Neuromuscular Circuit," was supported by National Institutes of Health grants K01-NS-102342 and T32-GM-007183, the University of Chicago Biological Sciences Division, and the Grossman Institute for Neuroscience, Quantitative Biology and Human Behavior. Additional authors include Meike Lobb-Rabe, James Ashley and Veera Anand.

About the University of Chicago Medicine & Biological Sciences

The University of Chicago Medicine, with a history dating back to 1927, is one of the nation's leading academic health systems. It unites the missions of the University of Chicago Medical Center, Pritzker School of Medicine and the Biological Sciences Division. Twelve Nobel Prize winners in physiology or medicine have been affiliated with the University of Chicago Medicine. Its main Hyde Park campus is home to the Center for Care and Discovery, Bernard Mitchell Hospital, Comer Children's Hospital and the Duchossois Center for Advanced Medicine. It also has ambulatory facilities in Orland Park, South Loop and River East as well as affiliations and partnerships that create a regional network of care. UChicago Medicine offers a full range of specialty-care services for adults and children through more than 40 institutes and centers including an NCI-designated Comprehensive Cancer Center. Together with Harvey-based Ingalls Memorial, UChicago Medicine has 1,296 licensed beds, nearly 1,300 attending physicians, over 2,800 nurses and about 970 residents and fellows.

Visit UChicago Medicine's health and science news blog at http://www. uchicagomedicine. org/ forefront.
Twitter @UChicagoMed
Facebook.com/UChicagoMed
Facebook.com/UChicagoMedComer

تنصل: AAAS و EurekAlert! ليست مسؤولة عن دقة النشرات الإخبارية المرسلة على EurekAlert! من خلال المؤسسات المساهمة أو لاستخدام أي معلومات من خلال نظام EurekAlert.


Neurogenesis

At one time, scientists believed that people were born with all the neurons they would ever have. Research performed during the last few decades indicates that neurogenesis, the birth of new neurons, continues into adulthood. Neurogenesis was first discovered in songbirds that produce new neurons while learning songs. For mammals, new neurons also play an important role in learning: about 1000 new neurons develop in the hippocampus (a brain structure involved in learning and memory) each day. While most of the new neurons will die, researchers found that an increase in the number of surviving new neurons in the hippocampus correlated with how well rats learned a new task. Interestingly, both exercise and some antidepressant medications also promote neurogenesis in the hippocampus. Stress has the opposite effect. While neurogenesis is quite limited compared to regeneration in other tissues, research in this area may lead to new treatments for disorders such as Alzheimer’s, stroke, and epilepsy.

How do scientists identify new neurons? A researcher can inject a compound called bromodeoxyuridine (BrdU) into the brain of an animal. While all cells will be exposed to BrdU, BrdU will only be incorporated into the DNA of newly generated cells that are in S phase. A technique called immunohistochemistry can be used to attach a fluorescent label to the incorporated BrdU, and a researcher can use fluorescent microscopy to visualize the presence of BrdU, and thus new neurons, in brain tissue. Figure 16.6 is a micrograph which shows fluorescently labeled neurons in the hippocampus of a rat.

Figure 16.6. This micrograph shows fluorescently labeled new neurons in a rat hippocampus. Cells that are actively dividing have bromodoxyuridine (BrdU) incorporated into their DNA and are labeled in red. Cells that express glial fibrillary acidic protein (GFAP) are labeled in green. Astrocytes, but not neurons, express GFAP. Thus, cells that are labeled both red and green are actively dividing astrocytes, whereas cells labeled red only are actively dividing neurons. (credit: modification of work by Dr. Maryam Faiz, et. al., University of Barcelona scale-bar data from Matt Russell)


شاهد الفيديو: جهد الفعل في الخلايا العصبية. action potential in the neuron. (قد 2022).