معلومة

هل توجد أمثلة وظيفية لحلزونات الحمض النووي المزدوجة المتوازية؟

هل توجد أمثلة وظيفية لحلزونات الحمض النووي المزدوجة المتوازية؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

تمت دراسة البنية المضادة للتوازي للحلزون المزدوج للحمض النووي بشكل جيد ، لكنني أشعر بالفضول إذا كان هناك أي أمثلة على حلزونات الحمض النووي المزدوجة المتوازية. هناك تقارير عن مثل هذه الهياكل الاصطناعية ؛ انظر هذه الورقة ، على سبيل المثال. ومع ذلك ، سؤالي هو: هناك أمثلة وظيفية الحلزونات المزدوجة المتوازية للحمض النووي؟ فيما يلي بعض المعايير الضمنية / الإضافية / الإرشادية:

  • يجب أن يكون مزدوج الذين تقطعت بهم السبل. هذا يستثني الهياكل مثل G-quadraplexes ، التي لديها بعض الخيوط المتوازية.
  • لا يجب أن يكون حلزونًا ممتدًا. ليس لدي أي قيود محددة للطول ، لكن لا أفترض أنه يجب أن يكون طوله مئات أو حتى عشرات الأزواج الأساسية.
  • لا يجب أن تتكون البنية فقط من الحمض النووي. إذا كان اللولب المتوازي ناتجًا ، على سبيل المثال ، عن ارتباط بروتين أو جزيء صغير ، فليكن ذلك.
  • من خلال "الأمثلة الوظيفية" ، أعني أن البنية المتوازية يجب أن يكون لها بعض التأثير على العمليات الخلوية. يمكن دراسة الهيكل في المختبر، حتى باستخدام التركيبات الاصطناعية ، ولكن يجب أن يكون لها بعض الأهمية الوظيفية في الجسم الحي (أو على الأقل أهمية مقترحة).

لاحظ أنه على الرغم من أنني أذكر الحمض النووي أعلاه فقط ، فإن الأوراق التي تناقش الحلزونات المزدوجة المتوازية للحمض النووي الريبي بنفس الروح ستكون موضع ترحيب أيضًا.

سؤال ذو صلة: لماذا الحمض النووي مضاد للتوازي؟ هل يمكن أن تكون موازية؟


بشكل مفاجئ ، تم الإبلاغ عن ازدواج الحمض النووي المتوازي! في ورقة ، تشوريكوف وآخرون أبلغت عن وجود DNA تكميلي متوازي في المنطقة غير المشفرة لجين نازعة هيدروجين الكحول وكذلك بين اثنين ذبابة الفاكهة تسلسل الحمض النووي. المنطقة ، التي يبلغ طولها حوالي 40 نقطة أساس ، لديها 76 ٪ من القواعد في نفس القطبية جنبًا إلى جنب مع التكامل. ومع ذلك ، وجودها في الجسم الحي وأهميتها غير معروفة (لاحظوا وجودها في المختبر).

تشوريكوف وآخرون، في ورقة أخرى ، ذكرت أن الحمض النووي الريبي التكميلي الموازي في بكتريا قولونية يلعب دورًا ما في تداخل الحمض النووي الريبي وهو في الواقع أكثر فعالية من الرنا المضاد في إسكات الرنا المرسال لتنظيم التعبير الجيني. كما يقترحون وجود مثل هذا النظام في الجسم الحي في بكتريا قولونية الخلايا. (على ما يبدو ، هذه الورقة وحدها كافية للإجابة على سؤالك لأنها تفي بجميع المعايير الخاصة بك).

في ورقة أخرى ، صوبات وآخرون أظهرت أن أليغنوكليوتيدات DNA و 2'-O-MeRNA و RNA يمكن أن تعتمد تكوينًا مزدوجًا متوازيًا عند درجة الحموضة 5 وأقل. كما أن وجود المضخم منخفض الضوضاء (LNA) يعمل على استقرار تكوين الإرسال المزدوج المتوازي. قد يبدو هذا مفيدًا في عمليات مثل تداخل الحمض النووي الريبي ، على الرغم من أن هذه الدراسة كانت كذلك في المختبر (بوضوح، في الجسم الحي LNA غير معروف).

العديد من هذه الصحف ، مثل Westhof وآخرونمحمدي وآخرون، وما إلى ذلك ، عن وجود DNA مزدوج متوازي.

مراجع:

1. Tchurikov NA، Chernov BK، Golova YB، Nechipurenko YD. الحمض النووي المتوازي: توليد مزدوج بين اثنين ذبابة الفاكهة التسلسلات في المختبر. رسائل FEBS. 1989 ؛ 257 (2): 415-8. pmid: 2479581

2. تشوريكوف ، إن إيه ، إل جي تشيستياكوفا ، جي بي زافيلجيلسكي ، آي في مانوخوف ، بي كي تشيرنوف ، وي.ب.جولوفا. 2000. إسكات الجينات بالتعبير عن الحمض النووي الريبي التكميلي الموازي في الإشريكية القولونية. J. بيول. تشيم. 275: 26523-26529

3. Szabat M ، Pedzinski T ، Czapik T ، Kierzek E ، Kierzek R (2015) الجوانب الهيكلية للازدواجين المتوازيين والمتوازيين المكونين من DNA ، 2'-O-Methyl RNA و RNA Oligonucleotides. بلوس واحد 10 (11): e0143354. دوى: 10.1371 / journal.pone.0143354

4. Westhof، E.، and M. Sundaralingam. 1980. هيكل الأشعة السينية لمركب cytidylyl-3 '، 5'-adenosine-proflavine: ثنائي حلزوني مزدوج متوازي السلسلة ذاتي الاقتران مع صبغة أكريدين مقسمة. بروك. ناتل. أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية. 77: 1852-1856.

5. محمدي ، س. ، ر كليمنت ، أ. ك. شيولكينا ، ج. ليكير ​​، ت. م. جوفين ، وإي تيلاندير. 1998. التحليل الطيفي FTIR والأشعة فوق البنفسجية للحمض النووي المتوازي مع تسلسل مختلط A-T / G-C ونظائرها A-T / I-C. الكيمياء الحيوية. 37: 16529-16537.


كل المقالات التي وجدتها تناقش الحلزونات المتوازية هي مجرد تخمينات فيما يتعلق بالأهمية البيولوجية. لكنها لا تزال مثيرة للاهتمام. ها هي بعض التي وجدتها ، بالإضافة إلى الإجابة الأخرى.


Safaee N، Noronha AM، Rodionov D، Kozlov G، Wilds CJ، Sheldrick GM، Gehring K. 2013. هيكل الازدواج المتوازي لـ Poly (A) RNA: تقييم التنبؤ بعمر 50 عامًا. Angew Chem Into Ed 52: 10370-10373.

يقدم هذا البحث التركيب البلوري الذي تم حله لـ poly (A) RNA المتوازي ويوضح أن Poly (A) Binding Protein (PABP) يعزز تكوين مزدوج متوازي. دور بيولوجي مفترض:

نظرًا لأن الغالبية العظمى من RNAs رسول حقيقيات النوى (mRNA) يتم تمييزها بـ 100 إلى 250 من الأدينينات في نهايتها 3 '، فإن تعدد أشكال poly (rA) مناسب أيضًا للعمليات الخلوية الحالية التي تتضمن ترجمة mRNA وتخزينها وانحلالها. في ظل ظروف إجهاد الخلية ، يتم نقل mRNAs الخلوية إلى حبيبات RNA ، مما يزيد من التركيز المحلي للبولي (rA). من الممكن أن تكون البروتينات التي طورت الطبيعة مثل PABP جزئيًا لتنظيم حدوث مضاعفات بولي (rA) المزدوجة في الخلايا.


هناك العديد من المراجعات التي تناقش الدور المحتمل للحمض النووي الريبي الموازي في عالم الحمض النووي الريبي والتي تدور حول مشكلة التكرار باستخدام خيوط تكميلية ومضادة للتوازي:

تايلور دبليو آر. 2005. تحريك الحساء البدائي. Nature 434: 705.

تم طرح بعض آليات النسخ المتماثل في عالم الحمض النووي الريبي ، واتباع الأنظمة الحالية لتخليق البروتين متعدد النيوكليوتيد ، تتضمن جميعها إنشاء خيط ابنة مكمل باستخدام اقتران قاعدة Watson-Crick. ولكن من وجهة نظر ميكانيكية ، يحتوي مثل هذا النموذج على مشكلة أساسية: إذا كان للريبوبوليميراز أن يصنع نسخة مكملة من نفسه ، فسوف يحتاج إلى إعادة نسخ هذا للحصول على ريبوليميراز وظيفي جديد. هذا يعني أن كلاً من تسلسل الريبوليميراز ومكمله يجب أن يتعايشا. ولكن إذا اجتمعت هاتان النسختان معًا ، فستكون النتيجة عبارة عن حلزون Watson-Crick مزدوج تقطعت به السبل (كما هو موجود في بعض فيروسات RNA) - وليس ريبوليميراز جديد. حتى لو كان كلا التسلسلين لهما هياكل ثانوية محددة جيدًا ، فإن التكامل المثالي لاقتران Watson-Crick سيكون بمثابة حوض ، مما يؤدي إلى تجمع عقيم للجزيئات المزدوجة الشريطة.

الحل المقترح هو أن بوليميرات الحمض النووي الريبي المبكرة ربما تكون قد خلقت مكملات متوازية لمنع مثل هذا التثبيط:

تايلور دبليو آر. 2006. النسخ والترجمة في عالم RNA. Phil Trans R Soc B 361: 1751-1760.

استراتيجيات النسخ المتماثل. (أ) يؤدي النسخ المتماثل عبر حبلا تكميلي عكسي إلى (ب) ثبات مزدوج تقطعت به السبل على الوجهين إذا التقت النسختان. (ج) يؤدي النسخ المتماثل عبر حبلا تكميلي متوازي إلى (د) نسخة مزدوجة ذات شريطة مزدوجة غير مستقرة نسبيًا إذا التقت النسختان.

إن انتشار المعلومات في حبلا الحمض النووي من "جيل" إلى آخر باستخدام الاقتران الأساسي لـ Watson-Crick منطقياً لا يشتمل على حبلا تكميلي عكسي. بشرط أن يكون هناك اقتران أساسي تكميلي ، فإن المكمل المتوازي سينشر أيضًا نفس المعلومات ...

... كل ما يحتاج إلى تغيير من وجهة نظر النسخة المتماثلة هو اتجاه تقدمه على طول القالب. لا يمكن توقع أن يكون النص الناتج سوى زوجًا أساسيًا مع القالب على منطقة قصيرة قبل الانفصال ، ولكن في مواجهة مشكلة التهجين الذي لا رجعة فيه ، ستكون هذه ميزة مرغوبة في النموذج.


تذكر هذه الورقة بعض الوظائف المقترحة للحمض النووي المتوازي (ps) ، مع المراجع المصاحبة ، لكن يمكنني الوصول إلى واحدة منها فقط:

تم اقتراح وظائف أخرى لـ ps-DNA في التعبير الجيني وإعادة التركيب ومعالجة الحمض النووي الريبي (14،18،20) ، وتعبئة الجينوم الفيروسي أحادي الجديلة وديمير ووظيفة الجيروسكوب العكسي (12).

هذا هو المرجع الوحيد الذي يمكن أن أجده من الورقة أعلاه:

Ramsing NB ، Jovin TM. DNA مزدوج تقطعت بهم السبل المتوازية. الأحماض النووية الدقة 16: 6659-6676.

إن احتمال وجود ps-RNA أمر مثير للاهتمام نظرًا للمخزون البنيوي والوظيفي الغني لأنواع الحمض النووي الريبي بشكل عام. يوضح الشكل 12. ثلاث حالات أساسية يمكن أن تنشأ فيها حلزونات ps عن طريق تفاعلات خيوط متجانسة كليًا أو جزئيًا أو حلقات حمض نووي منفرد متسلسل ذي تسلسل مناسب. الأدوار المحتملة لـ ps-DNA و ps-RNA في إعادة التركيب (غير المتجانسة) ، وربط الحمض النووي الريبي (RNA) ، وتثبيت الحمض النووي الريبي (RNA) ، والعمليات الخلوية الأخرى. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن توقع أن تتدخل روابط محددة ، وخاصة البروتينات ، من أجل تثبيت واستغلال التشكل الموازي الذي تقطعت به السبل.


نظرة عامة على التشابك وتعديل البروتين

يعتمد عدد من التقنيات لدراسة بنية وتفاعل البروتينات ، بالإضافة إلى معالجة البروتينات لاستخدامها في تنقية التقارب أو إجراءات الكشف ، على طرق الربط الكيميائي للبروتينات أو تعديلها أو توسيمها.

التشابك هو عملية الانضمام الكيميائي لجزيئين أو أكثر بواسطة رابطة تساهمية. يتضمن التعديل إرفاق مجموعات كيميائية أو شطرها لتغيير قابلية الذوبان أو الخصائص الأخرى للجزيء الأصلي. يشير "وضع العلامات" عمومًا إلى أي شكل من أشكال الربط المتشابك أو التعديل الذي يهدف إلى ربط مجموعة كيميائية (مثل جزيء الفلورسنت) للمساعدة في اكتشاف الجزيء ويتم وصفه في مواد أخرى.

غالبًا ما يطلق على المجموعة الكاملة من طرق الربط المتشابك والتعديل للاستخدام مع البروتينات والجزيئات الحيوية الأخرى في الأبحاث البيولوجية تقنية "الاقتران الحيوي" أو "الاقتران الحيوي". (الاقتران مرادف للربط المتشابك).

محتويات الصفحة

عرض واختيار المنتجات

يعتمد التعديل التساهمي والربط المتشابك للبروتينات على توافر مواد كيميائية معينة قادرة على التفاعل مع أنواع معينة من المجموعات الوظيفية الموجودة في البروتينات. بالإضافة إلى ذلك ، فإن وظيفة البروتين وهيكله هما إما محور التركيز المباشر للدراسة أو يجب الحفاظ عليهما إذا كان البروتين المعدل مفيدًا في إحدى التقنيات. لذلك ، يجب مراعاة تكوين البروتينات وهيكلها ، والتأثيرات المحتملة لكواشف التعديل على بنية البروتين ووظيفته.

البروتينات لها أربعة مستويات من التركيب. تسلسل الأحماض الأمينية هو الهيكل الأساسي. يتم كتابة هذا التسلسل دائمًا من النهاية الأمينية (الطرف N) إلى نهاية الكربوكسيل (الطرف C). يشير التركيب الثانوي للبروتين إلى عناصر التكرار الشائعة الموجودة في البروتينات. هناك نوعان من المكونات الأساسية للهيكل الثانوي: ألفا الحلزون والورقة مطوية بيتا. حلزونات ألفا عبارة عن هياكل ضيقة على شكل لولبي تتكون من سلاسل أحادية الببتيد. الصفائح المطوية بيتا هي إما ترتيبات متوازية أو مضادة موازية لخيوط بولي ببتيد مثبتة بواسطة روابط هيدروجينية بين مجموعات –NH و –CO المجاورة. تحتوي صفائح بيتا المتوازية على خيوط متجاورة تعمل في نفس الاتجاه (على سبيل المثال ، طرف N بجانب بعضها البعض) ، بينما تحتوي صفائح بيتا المضادة المتوازية على خيوط متجاورة تعمل في اتجاهين متعاكسين (على سبيل المثال ، طرف N لضفيرة واحدة مرتبة باتجاه الطرف C من الخيط المجاور). قد تحتوي الورقة المطوية بيتا على اثنين إلى خمسة خيوط متوازية أو مضادة.

البنية الثلاثية هي البنية الكاملة ثلاثية الأبعاد المطوية لسلسلة البولي ببتيد وتعتمد على مجموعة التفاعلات العفوية والمستقرة ديناميكيًا بين السلاسل الجانبية للأحماض الأمينية. تؤثر أنماط رابطة ثاني كبريتيد ، بالإضافة إلى التفاعلات الأيونية والطارئة للماء بشكل كبير على البنية الثالثة. يشير الهيكل الرباعي إلى الترتيب المكاني لسلسلتين أو أكثر من سلاسل البولي ببتيد. قد تكون هذه البنية عبارة عن مونومر ، ثنائى ، قاطع ، إلخ. قد تكون السلاسل متعددة الببتيد المكونة للبنية الرباعية للبروتين متطابقة (على سبيل المثال ، homodimer) أو مختلفة (على سبيل المثال ، heterodimer).

المستويات الأربعة لبنية البروتين. يشتمل تسلسل الأحماض الأمينية ، الممثلة بنقاط زرقاء ، مرتبطة بروابط ببتيدية ، على الهيكل الأساسي. تحدد خصائص الأحماض الأمينية المكونة ، في سياق البيئة الخلوية ، إلى حد كبير التكوين التلقائي للهيكل عالي المستوى الضروري لوظيفة البروتين.


الحمض النووي في عالم مادي

يوفر الترابط المحدد لأزواج قواعد الحمض النووي الأساس الكيميائي لعلم الوراثة. يمكن استخدام نظام التعرف الجزيئي القوي هذا في تقنية النانو لتوجيه تجميع المواد عالية التنظيم بميزات نانوية محددة ، وكذلك في حساب الحمض النووي لمعالجة المعلومات المعقدة. يقدم استغلال الحمض النووي لأغراض مادية فصلًا جديدًا في تاريخ الجزيء.

"نظام" الحمض النووي الذي يعمل في الحياة الأرضية هو الأمثل (من خلال التطور) الكيمياء المتجسد. لماذا لا تستخدمه. للسماح للبشر بنحت شيء جديد ، وربما جميل ، وربما مفيد ، وغير طبيعي بالتأكيد ". رولد هوفمان ، يكتب في عالم أمريكي، 1994 (المرجع 1).

يحتوي جزيء الحمض النووي على ميزات جذابة للاستخدام في تقنية النانو: حجمه الصغير ، الذي يبلغ قطره حوالي 2 نانومتر ، وتكرار بنائه القصير (خطوة حلزونية) من حوالي 3.4-3.6 نانومتر ، و "صلابة" بطول ثبات (a قياس الصلابة) حوالي 50 نانومتر. هناك نوعان أساسيان من البناء التكنولوجي النانوي: أنظمة "من أعلى إلى أسفل" حيث يتم التلاعب الميكروسكوب بأعداد صغيرة من الذرات أو الجزيئات لأنماط أنيقة (على سبيل المثال ، انظر المرجع 2) ، بينما في الإنشاءات "من أسفل إلى أعلى" ، يوجد العديد من الجزيئات التجميع الذاتي في خطوات متوازية ، كدالة لخصائص التعرف الجزيئي. كنظام تجميع كيميائي ، سيكون الحمض النووي لاعبًا رئيسيًا في تكنولوجيا النانو من القاعدة إلى القمة.

تعود أصول هذا النهج إلى أوائل السبعينيات ، عندما في المختبر تم إجراء التلاعب الجيني أولاً عن طريق ربط الجزيئات معًا بـ "نهايات لزجة". النهاية اللاصقة عبارة عن نتوء قصير أحادي الجديلة يبرز من نهاية جزيء DNA حلزوني مزدوج الشريطة. مثل طيات الفيلكرو ، فإن جزيئين لهما نهايات لزجة مكملة - أي أن نهاياتهما اللزجة لها ترتيبات تكميلية لقواعد النوكليوتيدات الأدينين والسيتوزين والجوانين والثايمين - سوف يترابطان لتشكيل معقد جزيئي.

يمكن القول إن التماسك اللاصق هو أفضل مثال على التعرف الجزيئي القابل للبرمجة: هناك تنوع كبير في النهايات اللاصقة المحتملة (4 ن ل ن-الأطراف اللزجة الأساسية) ، والمنتج المتكون في موقع هذا التماسك هو الحلزون المزدوج الكلاسيكي للحمض النووي. وبالمثل ، فإن ملاءمة تركيب الحمض النووي المعتمد على الدعم الصلب 3 تجعل من السهل برمجة تسلسلات متنوعة من النهايات اللاصقة. وبالتالي ، توفر الأطراف اللاصقة تحكمًا يمكن التنبؤ به للارتباطات بين الجزيئات والهندسة التي يمكن التنبؤ بها عند نقطة التماسك. ربما يمكن للمرء أن يحصل على خصائص تقارب متشابهة من الأجسام المضادة ومولدات المضادات ، ولكن على عكس النهايات اللاصقة للحمض النووي ، يجب تحديد الاتجاه النسبي ثلاثي الأبعاد للجسم المضاد والمستضد لكل زوج جديد. يبدو أن الأحماض النووية فريدة من نوعها في هذا الصدد ، حيث توفر نظامًا قابلًا للدور ومتنوعًا وقابلًا للبرمجة مع تحكم ملحوظ في التفاعلات بين الجزيئات ، إلى جانب الهياكل المعروفة لمجمعاتها.

ومع ذلك ، هناك قبض على محاور حلزونات الحمض النووي المزدوجة هي خطوط غير متفرعة. يمكن أن يؤدي ربط جزيئات الحمض النووي عن طريق الأطراف اللاصقة إلى ظهور خطوط أطول ، ربما بمكونات محددة بترتيب خطي أو دوري معين في بُعد واحد. في الواقع ، توجد الكروموسومات المكدسة داخل الخلايا كمصفوفات أحادية البعد. ولكن لإنتاج مواد مثيرة للاهتمام من الحمض النووي ، فإن التركيب مطلوب بأبعاد متعددة ، ولهذا الغرض ، فإن الحمض النووي المتفرّع مطلوب.

يحدث الحمض النووي المتفرّع بشكل طبيعي في الأنظمة الحية ، حيث تتشكل المواد الوسيطة سريعة الزوال عندما تتبادل الكروموسومات المعلومات أثناء الانقسام الاختزالي ، وهو نوع الانقسام الخلوي الذي يولد الخلايا الجنسية (البويضات والحيوانات المنوية). قبل الانقسام الخلوي ، تتكسر أزواج الكروموسومات المتجانسة ، والخيوط المتوافقة من الحمض النووي وتتقاطع حرفيًا مع بعضها البعض ، وتشكل هياكل تسمى تقاطعات هوليداي. هذا التبادل للتسلسلات المجاورة بواسطة الكروموسومات المتجانسة - عملية تسمى إعادة التركيب - أثناء تكوين الخلايا الجنسية ينقل التنوع الجيني إلى الجيل التالي.

يحتوي تقاطع Holliday على أربعة خيوط DNA (يتكون كل عضو في زوج من الكروموسومات المتجانسة المتوافقة من خيطي DNA) مرتبطين معًا لتشكيل أربعة أذرع حلزونية مزدوجة تحيط بنقطة فرع (الشكل 1 أ). يمكن أن تنتقل نقطة الفرع في جميع أنحاء الجزيء ، بحكم التسلسلات المتماثلة. في المقابل ، يمكن تصميم مجمعات DNA الاصطناعية بحيث تحتوي على نقاط فرعية ثابتة تحتوي على ما بين ثلاثة وثمانية أذرع على الأقل 4،5. وبالتالي ، فإن وصفة استخدام الحمض النووي كأساس للمواد المعقدة ذات الخصائص النانوية بسيطة: خذ جزيئات DNA المتفرعة الاصطناعية ذات النهايات اللاصقة المبرمجة ، واجعلها تتجمع ذاتيًا في البنية المرغوبة ، والتي قد تكون جسمًا مغلقًا أو بلوريًا. مجموعة (الشكل 1 أ).

أ، التجميع الذاتي لجزيئات الحمض النووي المتفرعة في بلورة ثنائية الأبعاد. يتشكل تقاطع الحمض النووي المتفرّع من أربعة خيوط من الحمض النووي ، تحتوي تلك الخيوط الملونة باللونين الأخضر والأزرق على نهايات لزجة تكميلية تحمل علامات H و H ′ ، على التوالي ، في حين أن تلك الخيوط الملونة باللونين الوردي والأحمر لها تراكبات تكميلية V و V ، على التوالي. يتماسك عدد من تقاطعات الحمض النووي المتفرعة بناءً على اتجاه نهاياتها اللاصقة التكميلية ، وتشكل وحدة مربعة الشكل ذات نهايات لزجة غير متزاوجة من الخارج ، لذلك يمكن إضافة المزيد من الوحدات لإنتاج بلورة ثنائية الأبعاد. ب، تشكل جزيئات الحمض النووي المرتبطة حلقات مترابطة لإنشاء بنية تشبه المكعب. يتكون الهيكل من ستة خيوط مفردة دورية متشابكة ، كل منها مرتبطة مرتين بجيرانها الأربعة ، لأن كل حافة تحتوي على دورتين من الحلزون المزدوج للحمض النووي. على سبيل المثال ، الخيط الأحمر الأمامي مرتبط بالخيط الأخضر على اليمين ، والحبلا الأزرق الفاتح في الأعلى ، والحبلا الأرجواني على اليسار ، والحبلا الأزرق الداكن في الأسفل. إنه مرتبط بشكل غير مباشر فقط بالخيط الأصفر في الخلف.

تتوفر أنماط أخرى من تفاعل الحمض النووي بصرف النظر عن الأطراف اللاصقة. على سبيل المثال ، جزيئات Tecto-RNA 6 ، التي يتم تجميعها معًا عن طريق تفاعلات الحلقة والحلقة ، أو الحمض النووي المتقاطع (PX) ، حيث يُشتق التماسك من اقتران نصف دورات بديلة في حلزونات مزدوجة ملتفة 7. تمثل أوضاع الربط الجديدة هذه تفاعلات متماسكة قابلة للبرمجة بين الجزيئات الحلقية أحادية السلسلة التي لا تتطلب الانقسام لفضح القواعد لإقران الجزيئات معًا. ومع ذلك ، يظل التماسك باستخدام الأطراف اللاصقة هو التفاعل الأكثر بروزًا بين الجزيئات في تقنية النانو الهيكلية للحمض النووي.

لقد مر أكثر من عقد من الزمان منذ بناء أول هيكل اصطناعي للحمض النووي ، وهو مكعب لاصق ، حوافه عبارة عن حلزونات مزدوجة 8 (الشكل 1 ب). متبوعة بتركيبات متعددة الوجوه والطوبولوجيا أكثر تعقيدًا 9 ، مثل العقد وحلقات Borromean (تتكون من ثلاث دوائر مترابطة بشكل معقد). لكن الضعف الواضح في التقاطعات المتفرعة أدى إلى فجوة قبل الخطوة المنطقية التالية: التجميع الذاتي في مصفوفات ثنائية الأبعاد.

تتطلب هذه الخطوة تصميمًا أكثر صلابة ، حيث كان من الصعب بناء مصفوفة دورية جيدة التنظيم بمكونات تشبه المارشميلو ، حتى مع مخطط محدد جيدًا (خصوصية نهائية لزجة) لتجميعها. تم توفير الشكل الأكثر صلابة بواسطة جزيء DNA مزدوج التقاطع (DX) 10 ، مشابهًا ، مرة أخرى ، إلى وسيط Holliday-junction الوسيط المتشكل أثناء الانقسام الاختزالي (MDX ، الشكل 2 أ). يحتوي هذا الجزيء القاسي على حلزونتين مزدوجتين متصلتين ببعضهما البعض مرتين من خلال نقاط التقاطع. من الممكن برمجة جزيئات DX لإنتاج مجموعة متنوعة من المصفوفات المنقوشة ثنائية الأبعاد فقط عن طريق التحكم في نهاياتها اللاصقة 11 ، 12 ، 13 (الشكل 2 ب).

أ، رسومات تخطيطية لوحدات تقاطع الحمض النووي المزدوج (DX). في وسيط إعادة التركيب الانصباطي DX ، المسمى MDX ، زوج من الكروموسومات المتجانسة ، كل منها يتكون من خيطين من الحمض النووي ، محاذاة وعبورًا من أجل تبادل أجزاء مكافئة من المعلومات الجينية 'HJ' يشير إلى تقاطعات Holliday. يتكون هيكل الوحدة التناظرية (ADX) ، المستخدمة كوحدة تبليط في بناء مصفوفات ثنائية الأبعاد للحمض النووي ، من خيطين أحمر وخيطين متقاطعين باللون الأزرق وخيط متقاطع أخضر مركزي. ب، هيكل الخصلة والاقتران الأساسي لجزيء ADX التماثلي ، المسمى A ، والمتغير المسمى B *. يحتوي B * على مجال DNA إضافي يمتد من الشريط الأخضر المركزي والذي ، عمليًا ، يبرز بشكل عمودي تقريبًا على مستوى بقية جزيء DX. ج ، تمثيلات تخطيطية لـ A و B * حيث يتم تمثيل المجال العمودي لـ B * كدائرة زرقاء. يتم تمثيل الأطراف التكميلية لجزيئات ADX كأشكال هندسية لتوضيح كيف تتلاءم معًا عندما تتجمع ذاتيًا. تبلغ أبعاد البلاط الناتج حوالي 4 × 16 نانومتر ويتم ربطها ببعضها البعض بحيث تقع النتوءات B * على بعد حوالي 32 نانومتر. د، تظهر النتوءات B * على شكل "خطوط" في مصفوفات الحمض النووي المكسوة بالبلاط تحت مجهر القوة الذرية.

بالإضافة إلى الكائنات والمصفوفات ، تم صنع عدد من الأجهزة الميكانيكية النانوية القائمة على الحمض النووي. يتكون الجهاز الأول من جزيئين DX متصلين بواسطة عمود بتسلسل خاص يمكن تحويله من الحمض النووي العادي (المعروف باسم B-DNA) إلى تشوه أعسر غير عادي ، يُعرف باسم Z-DNA 14. يقع جزيئي DX على جانب واحد من العمود قبل التحويل وعلى الجانبين المتقابلين بعد التحويل ، مما يؤدي إلى الدوران. تكمن مشكلة هذا الجهاز في أنه يتم تنشيطه بواسطة جزيء صغير ، Co (NH3) 3+ 6، ومع مشاركة جميع الأجهزة في نفس الحافز ، لن ينتج عن مجموعة منظمة من جزيئات DX مجموعة متنوعة من الاستجابات.

تم حل هذه المشكلة بواسطة برنارد يورك وزملاؤه ، الذين طوروا بروتوكولًا لجهاز التحكم في التسلسل الذي له حركة تشبه الملقط 15. المبدأ الكامن وراء الجهاز هو أنه يتم بعد ذلك إضافة ما يسمى بحبل "المجموعة" الذي يحتوي على امتداد غير متزاوج إلى إطار هيكلي مقترن بالحمض النووي ويضع تشكلاً آخرًا مكملًا للحبل "المجموعة" ، والذي يربط لكل من الأجزاء المزاوجة وغير المزاوجة ، ويزيلها من الهيكل ، تاركًا الإطار فقط.

تم تطوير جهاز دوار قوي بناءً على هذا المبدأ 16 (الشكل 3) ، حيث يمكن أن تدخل خيوط مجموعة مختلفة وتضبط التشكل على حالات نهائية هيكلية مختلفة. وبهذه الطريقة ، يمكن قلب شكل جهاز الحمض النووي بسهولة ذهابًا وإيابًا ببساطة عن طريق إضافة خيوط مجموعة مختلفة متبوعة بمكملاتها. يمكن التحكم في مجموعة متنوعة من الأجهزة المختلفة من خلال مجموعة متنوعة من الخيوط المحددة.

أ، يعمل الجهاز عن طريق إنتاج شكلين مختلفين ، اعتمادًا على أي من أزواج من الخيوط (تسمى خيوط "مجموعة") ترتبط بإطار عمل الجهاز. يتكون إطار الجهاز من خيطي DNA (أحمر وأزرق) تتصل كل منهما حلزونات مزدوجة أعلى وأسفل بواسطة خيوط مفردة. وبالتالي ، فإنها تشكل ذراعين صلبين بمفصلة مرنة بينهما وتتدلى الأطراف السائبة للخيطين بحرية. حالتا الجهاز ، PX (يسار) و JX2 (يمين) ، تختلف بمقدار نصف دورة في الاتجاهات النسبية لحلزوناتها السفلية (C و D على اليسار ، و D و C على اليمين). الفرق بين الحالتين مماثل لإصبعين متجاورين ممتدين ، متوازيين (يمين) ، أو متقاطعين (يسار). يتم تعيين الحالات من خلال وجود خيوط مجموعة خضراء أو صفراء ، والتي ترتبط بالإطار بطرق مختلفة لإنتاج تطابقات مختلفة. تحتوي خيوط المجموعة على امتدادات تتيح إزالتها عند إضافة خيوط تكميلية (الخطوتان الأولى والثالثة). عند إزالة نوع واحد من حبلا المجموعة ، يكون الجهاز حرًا لربط خيوط المجموعة الأخرى والتحول إلى حالة مختلفة (الخطوتان الثانية والرابعة). ب، PX – JX2 يمكن استخدام الجهاز لتوصيل بنيات شبه منحرف الحمض النووي 20 نانومتر. في حالة PX ، يكونان في تشكّل موازٍ ، لكن في JX2 الحالة ، فهي في شكل متعرج ، والتي يمكن تصورها على اليمين بواسطة مجهر القوة الذرية.

ما هو الغرض من بناء مصفوفات الحمض النووي والأجهزة النانوية؟ أحد الأهداف البارزة هو استخدام الحمض النووي كسقالات لتنظيم الجزيئات الأخرى. على سبيل المثال ، قد يكون من الممكن استخدام شبكات DNA مجمعة ذاتيًا (بلورات) كمنصات لوضع الجزيئات البيولوجية الكبيرة لدراسة هيكلها بواسطة علم البلورات بالأشعة السينية 4 (الشكل 4 أ). لتحقيق هذا الهدف ، تم استخدام برمجة الحمض النووي لجلب جزيئات البروتين بالقرب من بعضها البعض لدمج أنشطة إنزيمية متعددة 17. ومع ذلك ، فإن إمكانات هذا النهج تنتظر التجميع الذاتي الناجح للبلورات ثلاثية الأبعاد.

أ، سقالات الجزيئات البيولوجية. يظهر صندوق DNA (أحمر) مع نهايات لزجة بارزة تستخدم لتنظيم الصناديق في بلورات. يتم تنظيم الجزيئات الكبيرة بالتوازي مع بعضها البعض داخل الصندوق ، مما يجعلها قابلة لتحديد الهيكل بواسطة علم البلورات بالأشعة السينية. ب، سقالات الحمض النووي لتوجيه تجميع الدوائر الكهربائية النانوية. تقوم تقاطعات الحمض النووي المتفرعة (الزرقاء) بتوجيه تجميع المكونات الإلكترونية النانوية المرفقة (باللون الأحمر) ، والتي يتم تثبيتها بإضافة أيون موجب الشحنة.

الهدف الآخر هو استخدام بلورات الحمض النووي لتجميع المكونات الإلكترونية النانوية في مصفوفات ثنائية أو ثلاثية الأبعاد 18 (الشكل 4 ب). لقد ثبت أن الحمض النووي ينظم الجسيمات النانوية المعدنية كمقدمة للتجميع النانوي الإلكتروني 19،20،21،22 ، ولكن حتى الآن لم يكن من الممكن إنتاج مصفوفات متعددة الأبعاد تحتوي على مكونات إلكترونية نانوية بترتيب هيكلي عالي لمصفوفات الحمض النووي العارية الموصوفة سابقًا .

كان هناك بعض الجدل حول ما إذا كان يمكن استخدام الحمض النووي كموصل كهربائي (على سبيل المثال ، المرجع 23) ، على الرغم من أن قرار هذا النقاش من غير المحتمل أن يكون له أي تأثير على استخدام الحمض النووي كسقالة. في الآونة الأخيرة ، تبين أن آثار التغييرات التوافقية للحمض النووي على التوصيل في وجود مادة تحليلية لها إمكانات كمستشعر حيوي 24.

نسخ مكونات الحمض النووي

السؤال الطبيعي الذي يجب طرحه على أي نظام تجميع يعتمد على الحمض النووي هو ما إذا كان يمكن تكرار المكونات. لإنتاج جزيئات الحمض النووي المتفرعة التي لا تتحرك نقاط التفرع لها ، يجب أن يكون لها تسلسلات مختلفة في الفروع المتقابلة ، ولكن نتيجة لذلك ، لا يتم إعادة إنتاج هذه الهياكل بسهولة بواسطة بوليميراز الحمض النووي ، حيث ينتج البوليميراز مكملات لجميع الخيوط الموجودة ، مما يؤدي فقط إلى مضاعفة حلزونية الجزيئات. يتمثل أحد الخيارات في استخدام الحيل الطوبولوجية لتحويل الهياكل مثل مكعب الحمض النووي إلى خيط واحد طويل عن طريق إضافة امتدادات إضافية من قواعد الحمض النووي. يمكن بعد ذلك تكرار الخيط المفرد بواسطة بوليميراز الحمض النووي والمنتج النهائي المكرر الذي يتم تحريضه على الطي في الشكل الأصلي ، مع أي مقاطع خارجية مشقوقة باستخدام إنزيمات التقييد. على الرغم من أن هذا من شأنه أن ينتج جزيءًا له نهايات لزجة جاهزة للمشاركة في التجميع الذاتي ، إلا أنها ستكون عملية مرهقة 25.

طور Günter von Kiedrowski وزملاؤه مؤخرًا طريقة لتكرار فروع DNA قصيرة وبسيطة في أنواع مختلطة من الحمض النووي العضوي. يتكون جزيءهم المتفرّع من ثلاثة خيوط مفردة من الحمض النووي مرتبطة برابط عضوي على شكل مثلث. لتكرار الجزيء المتفرّع ، فإن التكملة أحادية السلسلة لكل من هذه الخيوط مرتبطة بالجزيء ، بحيث يكون أحد طرفي كل جزيء مكمل قريبًا من نفس الطرف الآخر للجزيء التكميلي. في الخطوة الأخيرة ، يتم توصيل المكملات المتجاورة معًا عن طريق ربط الأطراف المجاورة لها بجزيء آخر من الرابط العضوي 26. سيحتاج تمديد هذا النظام إلى المستوى التالي ، مثل كائنات مثل المكعب ، إلى حل المشكلات الطوبولوجية التي ينطوي عليها فصل المكونين ، أو سيقتصر على الأنظمة غير المربوطة.

تم وضع نماذج أولية للعديد من القدرات المنفصلة لتقنية النانو للحمض النووي - حان الوقت الآن لتوسيعها ودمجها في أنظمة مفيدة. سيوفر الجمع بين الأجهزة المعتمدة على التسلسل والمصفوفات النانوية نظامًا بعدد كبير من الحالات الهيكلية المتميزة والقابلة للبرمجة ، شرط لا غنى عنه من الروبوتات النانوية. تتمثل الخطوة الرئيسية في تحقيق هذه الأهداف في تحقيق مصفوفات ثلاثية الأبعاد عالية التنظيم ، دورية ، وفي النهاية خوارزمية.

سيؤدي التفاعل مع تقنية النانو من أعلى إلى أسفل إلى توسيع قدرات المجال بشكل ملحوظ. سيكون من الضروري أيضًا دمج الجزيئات الكبيرة البيولوجية أو غيرها من المجمعات الجزيئية في مصفوفات الحمض النووي من أجل صنع أنظمة عملية بمكونات نانوية. وبالمثل ، فإن تضمين المكونات الإلكترونية في المصفوفات عالية الترتيب سيمكن من تنظيم الدوائر الإلكترونية النانوية. يمكن إضافة الوظيفة الكيميائية إلى صفائف الحمض النووي عن طريق إضافة أنواع الحمض النووي المتطورة في المختبر أن يكون لها خصائص ارتباط محددة ("aptamers") أو أنشطة إنزيمية ("ribozymes" أو "DNAzymes"). هناك مجال آخر لم يكن له تأثير على التكنولوجيا النانوية للحمض النووي حتى الآن وهو التوليف التجميعي ، والذي قد يؤدي إلى تنوع أكبر للمكونات المتكاملة. يعد الحساب القائم على الحمض النووي والتجميع الحسابي مجالًا نشطًا آخر للبحث ، ومن المستحيل فصله عن تقنية النانو للحمض النووي (انظر الإطار 1).

اجتذب مجال تقنية النانو DNA تدفق الباحثين على مدى السنوات القليلة الماضية. استفاد جميع المشاركين في هذا المجال من مشروع التكنولوجيا الحيوية الذي ينتج إنزيمات معدلة للحمض النووي ومكونات غير عادية لجزيئات الحمض النووي الاصطناعية. من المحتمل أن تستخدم التطبيقات في التكنولوجيا النانوية الهيكلية للحمض النووي في النهاية متغيرات حول موضوع الحمض النووي (على سبيل المثال ، الأحماض النووية الببتيدية ، التي تحتوي على العمود الفقري الاصطناعي الببتيد غير التقليدي وقواعد الحمض النووي للسلاسل الجانبية) ، والتي قد تكون خصائصها أكثر ملاءمة لأنواع معينة من التطبيقات.

على مدار نصف القرن الماضي ، كان الحمض النووي تقريبًا من اختصاص علماء الأحياء وعلماء الفيزياء ذوي التوجهات البيولوجية ، الذين درسوا تأثيره البيولوجي وخصائصه الجزيئية. خلال الخمسين عامًا القادمة ، من المحتمل أن ينضم إليهم علماء المواد وعلماء النانو ومهندسو الكمبيوتر ، الذين سيستغلون الخصائص الكيميائية للحمض النووي في سياق غير بيولوجي.

المربع 1: أجهزة الكمبيوتر DNA

يمكن لتجميع خيوط الحمض النووي معالجة البيانات بطريقة مماثلة للكمبيوتر الإلكتروني ، ولديها القدرة على حل مشاكل أكثر تعقيدًا وتخزين قدر أكبر من المعلومات ، بتكاليف طاقة أقل بكثير من المعالجات الإلكترونية الدقيقة. يرجع تاريخ الحساب القائم على الحمض النووي إلى تقرير ليونارد أدلمان التاريخي في عام 1994 (المرجع 27) ، حيث استخدم الحمض النووي لحل مشكلة "مسار هاميلتوني" ، وهي مشكلة مختلفة عن مشكلة "البائع المتجول". الفكرة هي تحديد ما إذا كان هناك مسار بين مدينتين ، بالنظر إلى مجموعة غير كاملة من الطرق المتاحة. استخدم Adleman خيوط من الحمض النووي لتمثيل المدن والطرق ، وقام بترميز التسلسلات بحيث يتم ربط خيط يمثل طريقًا (وفقًا لقواعد الاقتران الأساسي) بأي خيطين يمثلان مدينة. من خلال مزج الخيوط معًا ، والانضمام إلى المدن المتصلة بالطرق ، والتخلص من أي "إجابات خاطئة" ، أظهر أن الخيوط يمكن أن تتجمع ذاتيًا لحل المشكلة.

من المستحيل فصل التكنولوجيا النانوية للحمض النووي عن الحوسبة القائمة على الحمض النووي: يعمل العديد من الباحثين في كلا المجالين ولدى المجتمعين علاقة تكافلية. تم إنشاء الرابط الأول بين حساب الحمض النووي وتكنولوجيا النانو DNA بواسطة Erik Winfree ، الذي اقترح أن جزيئات الحمض النووي القصيرة المتفرعة يمكن `` برمجتها '' للخضوع للتجميع الذاتي الحسابي وبالتالي تكون بمثابة أساس الحساب 28.

Periodic building blocks of matter, such as the DNA molecules shown in Fig. 1a, represent the simplest algorithm for assembly. All components are parallel, so what is on one side of a component is also on the other side, and in every direction. Given this parallelism, if the right side complements the left, the top complements the bottom and the front complements the back, a crystal should result. Even more complex algorithms are possible if one uses components of the same shape, but with different sticky ends. For example, Winfree has shown that, in principle, DNA tiles can be used to 'count' (see figure below) by creating borders with programmable sizes for one-, two- and possibly three-dimensional assemblies 29 . If this scheme can be realized, self-assembly of precisely sized nanoscale arrays will be possible. A computation using self-assembly has been prototyped in one dimension, thereby lending some credence to the viability of algorithmic assembly 30 .


A process through which the disordered components of a system organize themselves into a defined ordered state. The process is guided by minimization of the free energy of the system. Protein folding is an example of molecular self-assembly.

The design and self-assembly of DNA into pre-defined patterns and attempts to control the shapes and functions of the assembled nanostructures.

A class of mechanically interlocked molecules consisting of a ring entrapped between the two bulky ends of a dumbbell-shaped molecule.

A class of mechanically interlocked molecules comprising two or more interchained macrocyclic rings.

A molecule or a molecular system that converts random Brownian motion to directional motion at the nanoscale by doing work on the environment.

Molecular switches made of DNA that transition between at least two distinct states using a trigger — for example, pH or metal ions.

A physical parameter indicating the stiffness of a polymer such as DNA, defined as the length over which the molecule behaves like a rigid rod.

A DNA motif self-assembled from multiple single-stranded DNA oligomers to form a unit for further assembly of a nanostructure. There are usually one or more crossovers in each tile, rendering it more rigid.

A DNA partial duplex with a single-stranded overhang that can hybridize to another, complementary single-stranded overhang, thus ‘sticking’ the two partial duplexes together.

DNA nanostructures formed by folding a long single-stranded DNA scaffold via hybridization of many short DNA complements, known as staple strands.

The long single-stranded DNA template molecule, running through a whole DNA origami structure.

The points at which a DNA single strand exits its hybridization axis and enters an adjacent helix to continue its hybridization in the second helical axis.

The short DNA oligomers (usually 20–60 nucleotides long) used to staple different segments of the scaffold together and form a pre-determined geometry.

Distances between two consecutive crossovers, which are a multiple of 7 bp in a honeycomb packing and a multiple of 8 bp in a square packing.

A DNA structure approximating a geometrical shape at its edges, through tiling of its surfaces by non-overlapping polygons that do not leave a gap.

Topological surface features of a DNA nanostructure, in the forms of protrusions and recessions that are capable of forming base-stacking interactions between two shape-complementary features, thus binding them.

Also known as deoxyribozyme, DNA enzyme or catalytic DNA. A DNA oligonucleotide with a specific sequence that performs a chemical reaction similar to enzymes.

Strand displacement reaction

(SDR). A hybridization scheme in which a longer complement (fuel strand) displaces a shorter complement (output strand) via branch migration to form a more stable duplex.

The unpaired segment of a partial DNA duplex, which can act as a seeding region to start a branch migration and a strand displacement reaction.

Small DNA oligonucleotides that can move on a molecular track by a series of hybridization–dehybridization cycles.

Originally an architectural concept a particular type of structure that maintains its integrity through pervasive tensional forces. In a tensegrity, each individual structural element is under stress, but the overall structure is stable.

Oligonucleotides or small peptides that bind specifically to a target molecule.

The mechanisms by which molecular motors use random thermal noise to produce directional motion.


الاختلافات في معدلات تكرار الحمض النووي بين البكتيريا وحقيقيات النوى

تمت دراسة تكرار الحمض النووي بشكل جيد للغاية في البكتيريا ، ويرجع ذلك في المقام الأول إلى صغر حجم الجينوم والعدد الكبير من المتغيرات المتاحة. بكتريا قولونية يحتوي على 4.6 مليون زوج قاعدي في كروموسوم دائري واحد ، ويتم تكرار كل ذلك في حوالي 42 دقيقة ، بدءًا من أصل واحد للنسخ المتماثل والتقدم حول الكروموسوم في كلا الاتجاهين. هذا يعني أنه يتم إضافة ما يقرب من 1000 نيوكليوتيد في الثانية. هذه العملية أسرع بكثير من حقيقيات النوى. يلخص الجدول 1 الاختلافات بين المضاعفات البكتيرية وحقيقية النواة.

الجدول 1. الاختلافات بين تكاثر بدائية النواة وحقيقية النواة


خيارات الوصول

احصل على حق الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

جميع الأسعار أسعار صافي.
سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

جميع الأسعار أسعار صافي.


Two tricks in one bundle: helix–turn–helix gains enzymatic activity

Many examples of enzymes that have lost their catalytic activity and perform other biological functions are known. The opposite situation is rare. A previously unnoticed structural similarity between the λ integrase family (Int) proteins and the AraC family of transcriptional activators implies that the Int family evolved by duplication of an ancient DNA-binding homeodomain-like module, which acquired enzymatic activity. The two helix–turn–helix (HTH) motifs in Int proteins incorporate catalytic residues and participate in DNA binding. The active site of Int proteins, which include the type IB topoisomerases, is formed at the domain interface and the catalytic tyrosine residue is located in the second helix of the C-terminal HTH motif. Structural analysis of other ‘tyrosine’ DNA-breaking/rejoining enzymes with similar enzyme mechanisms, namely prokaryotic topoisomerase I, topoisomerase II and archaeal topoisomerase VI, reveals that the catalytic tyrosine is placed in a HTH domain as well. Surprisingly, the location of this tyrosine residue in the structure is not conserved, suggesting independent, parallel evolution leading to the same catalytic function by homologous HTH domains. The ‘tyrosine’ recombinases give a rare example of enzymes that evolved from ancient DNA-binding modules and present a unique case for homologous enzymatic domains with similar catalytic mechanisms but different locations of catalytic residues, which are placed at non-homologous sites.

The wealth of biochemical, sequence and structural information accumulated over the years of molecular biology provides examples of proteins that change function in the course of evolution (1𠄴). Enzymes having a chemical requirement for invariant amino acids in the active site are particularly vulnerable to selection pressure. Using sequence similarity, one can detect proteins evolutionarily related to enzymes but lacking catalytic activity due to disruption of their active sites. These proteins may function, for example, as transcription regulators (4). Given that an overwhelming majority of homologs to such proteins are indeed enzymes and that the non-catalytic variants are uncommon (4), there is little doubt about the direction of evolution in these cases: the enzyme has lost its activity⾬quired a new function. The reverse path of evolution is rather rare. There are few examples of normally non-enzymatic domains that gain catalytic activity (5,6), particularly for transcription regulators. One such example is discussed here.

The helix–turn–helix (HTH) DNA-binding motif is ubiquitous and detected in many transcription regulators (7𠄹). HTH transcription factors are diversified across a variety of orthologous families and the HTH motif is incorporated into several structural scaffolds (9). The most common of these scaffolds, hereafter referred to as homeodomain-like (HHTH), has a hydrophobic core of two α-helices (helices B and C) completed by another, usually N-terminal, α-helix (helix A). This structure can be described as a right-handed three-helical bundle (Fig. ​ (Fig.1b). 1 b). Some examples of HHTH proteins are homeodomains, AraC-type transcriptional activators and members of the winged HTH family (HHTHw), typified by the C-terminal domain of catabolite gene activator protein (CAP) (7). HTH bundles can usually be distinguished from other three-helical structures by a sequence signal in the HTH motif (8�). Very divergent representatives with known spatial structure can be recognized by the characteristic packing of α-helices B and C at nearly a right angle to each other (Fig. ​ (Fig.1b, 1 b, helices B1� and B2�, Fig. ​ Fig.1c). 1 c). The turn between α-helices B and C offsets α-helix C so that the N-terminal part of C is packed against the middle of B. α-Helix B is usually short (two or three turns) and C, which binds to the DNA major groove, is longer (12). A monophyletic origin for most HHTH proteins has been proposed (8).

Structural similarity between Cre recombinase and MarA. Ribbon diagrams of (أ) Cre recombinase from bacteriophage P1 (pdb entry 1crx, residues A154�) and (ب) MarA transcription regulator from بكتريا قولونية (pdb entry 1bl0, residues A9�) in complex with DNA drawn by Bobscript (48), a modified version of Molscript (49). The structures were superimposed and then separated for clarity. N- and C-termini are labeled. The spatially equivalent structural elements are colored correspondingly in the two structures. N- and C-terminal HHTH domains are colored red and blue, respectively. α-Helices of the HTH motifs are in darker color. The turns in the HTH motifs are yellow and the loop connecting two HHTH domains is green. Long insertions (i1 and i2) in the first HHTH domain of Cre recombinase are shown in gray. DNA chains are orange. α-Helices are labeled A, B and C followed by a domain index (1 or 2). Side chains of active site residues in Cre recombinase are shown in ball-and-stick presentation. (ج) The stereodiagram of Cre recombinase (red) and MarA (blue) superposition. The Cα traces of protein and DNA segments are shown. The regions used in r.m.s.d. minimization are outlined in darker colors. Superposition was performed using the InsightII package (MSI Inc) according to the DALI alignment (34). (د) Structure-based sequence alignment of Cre recombinase (1crx) and MarA (1bl0) generated by DALI (34). The starting and ending residues are numbered and the segments are labeled with the same letters as in (a) and (b). Color shading of the regions is the same as in (a) and (b). Invariant residues are shown in bold white letters boxed with black and conserved substitutions are shown in bold. The number of residues omitted from the alignment are shown in parentheses. The active site residues are marked with a red dot above the alignment and their side chains are displayed in (a).

Site-specific recombination allows living organisms to rearrange and redistribute their genetic content by cutting and rejoining DNA segments at specific sequences. Recombinases catalyze DNA breakage, strand exchange and ligation. One of the two major recombinase types, the λ integrase family (Int), uses a tyrosine nucleophile in a reaction that proceeds through a stable 3′-phosphotyrosine DNA𠄾nzyme intermediate (13,14). The structures of several family members, namely bacteriophage λ integrase (15), bacteriophage HP1 integrase (16), XerD from الإشريكية القولونية (17) and Cre recombinase from bacteriophage P1 (Fig. ​ (Fig.1a) 1 a) (18), have recently been solved. The most extensive structural information obtained concerns the DNA-binding mode and mechanism of Cre enzyme (19,20). X-ray crystallography revealed that type IB topoisomerases (21), which include eukaryotic (22,23) and viral (24) enzymes, also belong to the Int family due to extensive conservation of the structural core, active site arrangement and the catalytic mechanism (25,26).

The Int family has always been treated as a unique fold without much structural similarity to other proteins (27�). SCOP (30,31) groups Int family structures into the fold named 𠆍NA-breaking/rejoining enzymes’ of α+β class. CATH (32) places them in the ‘mainly α’ class with non-bundle architecture. However, structure similarity searches with such programs as DALI and VAST initiated with Cre recombinase coordinates (18) (pdb entry 1crx, Fig. ​ Fig.1a) 1 a) reveal a highly significant and striking match that spans the entire length of the MarA transcriptional activator molecule (33) (pdb entry 1bl0, Fig.  1 b). DALI (34,35) superimposes 88 Cα atoms of 1crx (322 residues) and 1bl0 (116 residues) with a ض score of 4.0, r.m.s.d. of 3.3 Å and 17% identity in the resulting sequence alignment (Fig. ​ (Fig.1d). 1 d). VAST (36) aligns 78 Cα atoms of these proteins with a ص value of 0.0002, r.m.s.d. of 2.5 Å and a sequence identity of 16.7%. Additionally, superposition of Cα traces of Cre recombinase and MarA results in an almost perfect superposition of DNA molecules present in the crystals (Fig. ​ (Fig.1a𠄼) 1 a𠄼) despite the fact that DNA coordinates were not used in r.m.s.d. minimization. Thus the modes of DNA binding are essentially identical for Cre recombinase and MarA. Such an extensive structural resemblance combined with similar substrate binding and non-random sequence identity (18%, Fig. ​ Fig.1c) 1 c) argues for homology (3,37) between DNA-breaking/rejoining enzymes and MarA. Surprisingly, similarity between the two proteins remained unnoticed to date.

MarA is a member of the AraC family of transcription activators that control expression of a variety of genes (33). The MarA structure consists of two HHTH modules with a unique mutual arrangement, previously unrecognized for multi-HTH proteins, in which two HHTH domains are approximately related by a translation (33) (Fig. ​ (Fig.1b). 1 b). This arrangement results in tight packing of the two domains and places two almost parallel DNA-binding helices in the major groove at a separation of one DNA double helix turn (Fig. ​ (Fig.1b). 1 b). Both MarA domains have structural counterparts in the Cre recombinase𠄽NA complex and all six MarA α-helices are superimposable between the two proteins (Fig. ​ (Fig.1). 1 ). The homology of Cre and MarA suggested by structural, functional and sequence similarity implies that the catalytic segment of Int proteins consists of two consecutive HHTH domains. However, it is difficult to determine at present if the common ancestor of Int and MarA already contained two HHTH domains or if duplications in these proteins occurred in parallel. Interestingly, among the four articles describing different independently solved Int protein structures (15�), only one discusses the structural similarity of the first HHTH domain in Int proteins with the HTH motif of the catabolite activator protein DNA-binding domain (17). X-ray crystallography revealed that the second HHTH domain, which contains a catalytic tyrosine residue, is conformationally variable between different representatives of the family, as well as between different DNA complexes of the same Cre protein, and thus might fold into the HHTH structure upon DNA binding only (15�,27�). For example, in λ integrase the catalytic tyrosine is modeled in a flexible β-strand-like region. Such flexibility might be necessary for proper functioning of the enzymatic HHTH domain. It is well known that the active sites of many enzymes include regions of higher flexibility to accommodate changes in the substrate during catalysis. Therefore, it is likely that the second HHTH domain, which contains most of the active site residues (Fig. ​ (Fig.1a 1 a and c), acquired some structural flexibility while the first HHTH domain, which is used mostly for DNA binding in a standard HTH-like manner, remained rigid.

Thus the Int family fold has likely evolved by a duplication of an ancient HHTH protein (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, red and blue). The first HHTH domain was elaborated with long insertions (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, gray) placed in the ‘turn’ region (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, yellow) of the HTH motif. These insertions are structured in subdomains that contain small β-sheets (Fig. ​ (Fig.1a, 1 a, gray). It is not unusual for HTH proteins to incorporate insertions in ‘turn’ regions, found for example in the endonuclease FokI (38). The presence of these subdomains disrupting the HTH motif masks the sequence signal and prevents motif detection in Int proteins by sequence analysis. The first HHTH domain of Int proteins is used primarily for DNA binding while the second HHTH domain is adapted to a catalytic role.

The following question arises: are there other examples of HTH domains that are not only present in an enzyme as nucleotide-binding modules but possess enzymatic activity (i.e. carry at least some of the catalytic residues)? PDB (39,40) searches by DALI (34,35) and VAST (36,41) reveal domains of different topoisomerases that contain catalytic tyrosine residues as members of the HHTH fold. The presence of HHTH domains in type IA, II and VI topoisomerases (42�) has been detected previously (44�). Topoisomerase IA, II and VI HHTH domains contain a small amount of β-sheet and should be classified as CAP-like ‘winged’ HTH domains (Fig.  2 a, c and d). Notably, all of these enzymes possess a catalytic mechanism similar to the one established for Int proteins, i.e. tyrosine is utilized as a nucleophile and found in an HHTH domain. The Int family includes type IB topoisomerases. Thus an evolutionary connection exists between all ‘tyrosine’ DNA-breaking/rejoining enzymes with known structure, namely type IA, IB, II and VI topoisomerases, which all contain an enzymatic HHTH module. Structure superpositions of these domains in the four enzymes reveal that the position of the catalytic tyrosine residue is not structurally conserved (Fig.  2 e). In the topoisomerase VI structure (44) Tyr103 is placed in α-helix B (Fig. ​ (Fig.2a) 2 a) in the Int family, including topoisomerase IB (21,22,24,47) and Cre recombinase (18), Tyr324 (Cre numbering) is incorporated in α-helix C (Fig. ​ (Fig.2b) 2 b) in topoisomerase IA (42) Tyr319 is at the C-terminal end of the first β-stand in the ‘wing’ segment of the HHTH domain (Fig.  2 c) in topoisomerase II (43) Tyr782 is located after a long loop at the beginning of the second β-strand in the ‘wing’ (Fig. ​ (Fig.2d). 2 d). The sites in homologous HTH domains where catalytic tyrosines are located are not homologous therefore, the catalytic properties of HTH domains in DNA-breaking/rejoining enzymes are likely to have evolved independently in parallel. Thus catalytic HHTH domains provide a unique example of homologous enzymes with a similar mechanism but different location of active site residues which are placed at non-homologous sites.

Catalytic HHTH domains with a topoisomerase-like mechanism. Ribbon diagrams of (أ) DNA topoisomerase VI A subunit from Methanococcus jannaschii (pdb entry 1d3y, residues A72�), (ب) Cre recombinase from bacteriophage P1 (pdb entry 1crx, residues A286�), (ج) topoisomerase I from بكتريا قولونية (pdb entry 1ecl, residues 279�), and (د) topoisomerase II from yeast خميرة الخميرة (pdb entry 1bgw, residues 699�) were drawn by Bobscript (48), a modified version of Molscript (49). Corresponding α-helices are labeled A, B and C. α-Helices of the HTH motifs are in a darker color. The turns in the HTH motifs are yellow. β-Strands are shown as purple arrows. The side chains of catalytic tyrosine residues are shown in ball-and-stick presentation and are colored red. Dots in (c) replace a long partially disordered insertion. (ه) Structure-based sequence alignment of domains shown in (a)–(d). The starting and ending residues are numbered and the three helices are labeled. The number of residues omitted from the alignment are shown in brackets. Color shading of these regions matches that in (a)–(d). Residues at conserved hydrophobic positions are shown in bold. The catalytic tyrosine residues are shown in white and are boxed with red. The HHTH domain of 1ecl (c) is circularly permuted, which is reflected in the residue numbering of the segment.


DNA and genetic organization

The physicochemical properties conferred by DNA sequence not only determine bending and melting preferences, but also correlate strongly with the genetic organization of both eukaryotic and bacterial chromosomes. In general, the coding sequences of genes have a G/C-rich bias [45, 112] . In part, this is because the codons for the most abundant amino acids also have a G/C-rich bias [113, 114] . The corollary is that noncoding DNA sequences, including introns as well as 5′ and 3′ flanking DNA sequences, are generally more A/T-rich. Indeed the most A/T-rich and most thermodynamically unstable DNA sequences in the خميرة الخميرة genome are located in 3′ flanking regions [110] . This distribution of base composition on a genomic scale implies that, on average, coding sequences are stiffer or less bendable, whereas noncoding sequences are both more flexible and more susceptible to strand separation. However, in apparent contradiction to these variations in flexibility, in eukaryotic chromosomes coding sequences have a higher nucleosome occupancy than noncoding sequences [45, 112] . But, again, this pattern of occupancy is possibly related to another sequence-dependent physical property of the polymer, the higher intrinsic entropy of certain A/T-rich sequences [32] .

The occurrence of the more A/T-rich sequences in the flanking regions of genes has functional significance. At the 5′-end of a transcription unit there is an obvious correlation with the requirement for RNA polymerase to melt DNA prior to transcription initiation. But at the 3′-ends of transcription units, polymerase dissociates and releases the constrained unwound DNA so that it reforms a double helix. One possibility is that such regions serve as topological sinks, absorbing by writhing any positive superhelicity generated in advance of the transcribing enzyme. This would block the transmission of any such superhelicity to a neighbouring gene with the potential for disrupting its chromatin structure. Instead, the writhed DNA would serve as an appropriate substrate for relaxation by topoisomerases in particular, topoisomerase II, which is preferentially associated with actively transcribed genes [115] . Topoisomerase II, together with topoisomerase I, is also found in regions of low nucleosome occupancy at promoters [115] . However, measurement of the association of topoisomerase II with its optimal binding sites is precluded because of their highly repetitive and redundant nature.

The relationship of the physicochemical properties of DNA to chromosome organization and function in not only apparent at the level of individual genes and transcription units, but is also a feature of whole bacterial chromosomes. These chromosomes comprise, in general, a single circular DNA molecule which can vary in length from

0.5 Mb to 6–10 Mb. Remarkably in these chromosomes, at least in most γ-Proteobacteria, gene order is highly conserved such that those genes that are highly expressed during exponential growth are clustered near the origin of DNA replication, whereas those that are more active during episodes of environmental stress resulting in the cessation of growth are more frequent in the vicinity of the replication termini [116, 117] . However, not only is there a gradient of gene organization from origin to terminus, but also this gradient correlates, on average, with a gradient of base composition so that in each replichore the most stable, G/C-rich, DNA is close to the origin while the least stable is at the terminus [117] . This average pattern of course includes wide variations at the level of individual genes. Yet another feature that exhibits a graded response from origin to terminus is the distribution of binding sites for DNA gyrase [116, 118] , a topoisomerase that inserts negative superhelical turns into DNA [55] . Again these are concentrated primarily in proximity to the origin of replication and thus create the potential for the DNA in this region to be more highly negatively supercoiled than that close to the terminus. This overall pattern of organization can couple chromosome structure to energy availability [69] . When bacteria are shifted to a fresh rich growth medium, ATP levels rise, activating DNA gyrase and thus increasing the negative superhelical density of the chromosome [60] . This would be localized to the origin-proximal region and would, in turn, activate the genes producing the necessary components for growth – the transcription and translation machinery – as well as providing an appropriate environment for DNA replication. Once DNA replication is initiated, the passage of the replisomes along the two replichores would by itself generate a gradient of superhelicity by the Liu/Wang principle [56] , with the more negatively supercoiled DNA again being located closer to the origin and the more relaxed DNA close to the terminus. Again, by analogy to transcriptions, the DNA close to the terminus, in concert with topoisomerases, might act as a topological barrier between the two replichores. The bacterial chromosome thus functions as a topological machine in which the overall distribution of DNA sequences reflects the coupling between the processing of the replisomes and gene expression.

Although the Liu/Wang principle was initially conceived as applying to naked DNA, it is equally valid when considered in the context of higher order structures generated by DNA packaging. In eukaryotic nuclei, despite the existence of the 30 nm fibre في الجسم الحي being recently questioned [118] , the left-handed coiling of the nucleosome stacks responds to torsional forces – such as those generated by transcription – by unwinding on application of positive torsion and correspondingly rewinding with applied negative torsion [119] .


Contributors and Attributions

Connie Rye (East Mississippi Community College), Robert Wise (University of Wisconsin, Oshkosh), Vladimir Jurukovski (Suffolk County Community College), Jean DeSaix (University of North Carolina at Chapel Hill), Jung Choi (Georgia Institute of Technology), Yael Avissar (Rhode Island College) among other contributing authors. Original content by OpenStax (CC BY 4.0 Download for free at http://cnx.org/contents/185cbf87-c72. [email protected]).

Dr. Todd Nickle and Isabelle Barrette-Ng (Mount Royal University) The content on this page is licensed under CC SA 3.0 licensing guidelines.


شاهد الفيديو: حلزون Snail (قد 2022).


تعليقات:

  1. Doujinn

    أنصحك بزيارة الموقع حيث توجد العديد من المقالات حول هذا الأمر.

  2. Faejind

    futesas!

  3. Kazigar

    وأنا أعتبر أن كنت ارتكاب الخطأ. يمكنني ان ادافع عن هذا المنصب. اكتب لي في رئيس الوزراء ، سنناقش.

  4. Asim

    عذر ، تتم إزالته

  5. Waleed

    أنا لا أفهم ما تقصد؟

  6. Kaelen

    أهنئ ، فكر جيد جدا



اكتب رسالة