معلومة

لماذا تكون قنوات البوتاسيوم أبطأ من قنوات الصوديوم؟

لماذا تكون قنوات البوتاسيوم أبطأ من قنوات الصوديوم؟


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

أنا جديد نسبيًا في موضوع علم الأحياء. لدي خلفية رياضية قوية ومن أجل الدخول في مجال علم الأعصاب الحسابي ، أحاول الحصول على خلفية بيولوجية.

أنا أقرأ عن الآلية العامة لإمكانات العمل في الخلايا العصبية. أفهم أن جهد الفعل يبدأ بدخول سريع للصوديوم إلى خلية ما بعد المشبكي. لأن قنوات البوتاسيوم أبطأ من قنوات الصوديوم ، يبدأ البوتاسيوم بالتدفق خارج الخلية فقط حول ذروة جهد الفعل ، وبالتالي زيادة الاستقطاب في إمكانات غشاء الخلية.

ما هي الآلية التي تجعل قنوات البوتاسيوم تنشط بشكل أبطأ من قنوات الصوديوم؟ هل يتضمن اختلافات في سلوك الناقلات العصبية المناسبة؟ لأنني لم أتمكن من العثور على أجهزة إرسال أو أزواج من أجهزة الإرسال والمستقبلات التي تنشط قنوات البوتاسيوم ، ولكن ليس قنوات الصوديوم (أو قنوات الصوديوم وليس قنوات البوتاسيوم).


اجابة قصيرة
حركية التنشيط لـ Na+ القنوات أسرع من K.+ القنوات.

خلفية
تحدث قناة القناة المعتمدة على الجهد بشكل أساسي من خلال ثلاث حالات ممكنة للقناة: مفتوحة ومغلقة ومعطلة (الشكل 1).


التين. 1. بوابات قناة صوديوم تنشط بالجهد. المصدر: معهد Balseiro.

في الأساس ، القنوات الأيونية عبارة عن مسام بروتينية في الغشاء. عند إزالة الاستقطاب ، يتم فتح المسام ، وهي عملية ذات حركية سريعة في Na+ القنوات والحركية الأبطأ في K.+ قنوات (لاكروا وآخرون، 2013). ك+ يكون تنشيط القناة في حدود 6 مرات أبطأ من Na+ تفعيل القناة. التعطيل الأبطأ لـ K.+ تسمح القنوات بما يكفي من الصوديوم+ لتتدفق في الخلية لمرحلة إزالة الاستقطاب لتطور إمكانية العمل (الشكل 2).


التين. 2. جهود العمل و Na الكامنة+ وك+ التيارات. المصدر: Dundee Med Student Notes.

بعد الفتح ، تكون القناة معطلة ، والتي يمكن أن تحدث من خلال "سدادة بروتينية" مادية كما هو موضح في الشكل 1 ، أو من خلال التغييرات التوافقية في المسام. هذا التعطيل مرة أخرى سريع في Na+ تؤدي القنوات إلى ارتفاع عابر في إمكانات الإجراء ، ويكون التعطيل أبطأ لـ K+ قنوات (K.+ القنوات لا يتم تعطيلها ، بل يتم تعطيلها). ينتج عن خطوة التعطيل هذه فترة مقاومة الخلايا العصبية (فترة صامتة بعد إطلاق النار). يتم بعد ذلك إلغاء تنشيط القناة وتحويلها إلى الحالة المغلقة ، وبعد ذلك تصبح القناة جاهزة مرة أخرى للمشاركة في جولة أخرى من إطلاق النار.

لاحظ أن الناقلات العصبية لا تنشط قنوات الجهد الكهربائي مباشرة. يمكن للناقلات العصبية أن تنشط القنوات الأيونية ، ولكن تلك القنوات الأيونية ذات بوابات الترابط ، مثل مستقبلات الأسيتيل كولين للنيكوتين ، أو مستقبلات AMPA أو مستقبل NMDA (Purves وآخرون., 2001).

مراجع
- لاكروا وآخرون, عصبون (2013); 79(4): 651-7
- Purves وآخرون., علم الأعصاب, 2اختصار الثاني إد. سندرلاند (ماجستير): سينيور أسوشيتس (2001)


عليك أن تفهم كيف تعمل البروتينات المتكاملة. قنوات $ Na ^ + $ سريعة بينما قنوات $ K ^ + $ بطيئة وطويلة الأمد من حيث التوصيل. قنوات $ Na ^ + $ عبارة عن بوابات جهد ، عبر مجال S4 المحظور بواسطة $ Mg ^ {2 +} $ ، بينما لا يكون التوصيل $ K ^ + $ محاطًا بالجهد في معظم الأوقات.


إمكانات العمل

جهد الفعل هو رسالة على شكل نبضة كهربائية ناتجة عن تغير سريع في إمكانات غشاء الخلية.

عندما يصل الحافز إلى العتبة عند التل المحوري ، يتم إنشاء جهد فعل.

يعتمد جهد الفعل على العديد من قنوات البروتين. في الخلايا العصبية ، تحافظ قناة تسرب البوتاسيوم ومضخة الصوديوم والبوتاسيوم على إمكانية الراحة. تشارك قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي وقنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي في تطور جهد الفعل على طول الغشاء.

يمكن تقسيم التقدم المحتمل للعمل إلى عدة خطوات

  1. يتم إغلاق قنوات الجهد وتحافظ قناة تسرب البوتاسيوم (K +) ومضخة الصوديوم (Na +) على إمكانات غشاء الراحة البالغة -70 مللي فولت. تعد مضخة الصوديوم / البوتاسيوم (ATPase) مسؤولة عن الحفاظ على إمكانات الغشاء عند -70 مللي فولت ، ويضخ البروتين بنشاط ثلاثة أيونات صوديوم خارج الخلية ويضخ أيوني بوتاسيوم في الخلية.
  2. يتم تحفيز العصبون. تبدأ قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي في الانفتاح وتبدأ إمكانات الغشاء في إزالة الاستقطاب ببطء ويدخل الصوديوم إلى الخلية أسفل تدرج تركيزها. يتم فتح جميع قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي عندما تصل إمكانات الغشاء إلى حوالي -55 مللي فولت وهناك تدفق كبير للصوديوم ، مما يتسبب في ارتفاع حاد في الجهد. مع اقتراب الجهد من + 30 مللي فولت ، يتباطأ معدل إزالة الاستقطاب حيث تصبح قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي مشبعة وتعطل ، مما يمنع المزيد من أيونات الصوديوم من دخول الخلية. مفتوحًا ، ويترك البوتاسيوم الخلية أسفل تدرج تركيزه. يتوقف استقطاب الخلية ويمكن أن يحدث عودة الاستقطاب من خلال قنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي.
  3. يتم إلغاء تنشيط قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي بالكامل ويتدفق البوتاسيوم من خلال قنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي ،
  4. تكون قنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي بطيئة في الإغلاق ، وبالتالي يحدث فرط الاستقطاب. هذا هو المكان الذي تنخفض فيه إمكانات الغشاء إلى ما دون إمكانات الراحة البالغة -70 مللي فولت حيث يستمر البوتاسيوم في المغادرة.
  5. بمجرد إغلاق قنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي ، يمكن إعادة إنشاء حالة الراحة من خلال قناة تسرب البوتاسيوم ومضخة الصوديوم.

ينتقل جهد الفعل على طول محور العصبون عبر الحلقات الحالية من أجل الوصول إلى المحطة المحورية.

جهد الفعل هو إشارة كهربائية عابرة ، تنتج عن تغير سريع في إمكانات غشاء الراحة (-70 مللي فولت). يحدث هذا عندما يتم الوصول إلى جهد العتبة (-55 مللي فولت) ، مما يؤدي إلى فتح سريع في قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي مما يؤدي إلى تدفق أيونات الصوديوم إلى الخلية. تتسبب إمكانات العتبة أيضًا في فتح بطيء لقنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي مما يؤدي إلى تدفق أيونات البوتاسيوم خارج الخلية. يؤدي هذا إلى إزالة الاستقطاب من الخلية ، مما يعني أن الجزء الداخلي للخلية أصبح الآن أكثر إيجابية مقارنة بالخارج.

يبدأ جهد الفعل في تلة المحور المحوري نظرًا لوجود كثافة عالية من قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي هنا ، وهو أيضًا المكان الذي تحتاج فيه الإمكانات المتدرجة للوصول إلى الحد الأقصى المحتمل لإحداث جهد فعل. إذا لم تصل الإمكانية المتدرجة إلى المستوى الفوق العلوي ، فلن يتم تشغيل جهد الفعل ويُعرف الجهد المتدرج باسم الحد الأدنى [1]. فوق العتبة ، لن تؤدي الزيادة في قوة الحافز إلى زيادة حجم أو سعة إمكانات الفعل المقابلة. يُشار إلى قوة المنبه ، أو حجم الجهد المتدرج ، من خلال تواتر جهود الفعل التي تنتقل على طول الخلية العصبية.

ينتقل جهد الفعل عبر الحلقات الحالية. في المحاور النخاعية يقفز من عقدة رانفير إلى عقدة رانفييه ، وهي عملية تعرف باسم التوصيل المملحي.

هناك نوعان من العوامل الرئيسية التي تؤثر على سرعة التوصيل: النخاع من المحور العصبي وقطر المحور. نظرًا لأن غمد المايلين يعمل كعازل كهربائي ، فلا يمكن للتيار أن يمر عبر المناطق الميالينية وسيتعين عليه القفز من عقدة إلى عقدة (التوصيل المملح). عندما يتم زيادة قطر المحور العصبي ، يكون هناك مجال أكبر لتدفق التيار المحلي ، وبالتالي تقل مقاومة الغشاء الداخلي ، وبالتالي تزيد من سرعة التوصيل.

مثال على الأمراض المرتبطة بالميالين هو التصلب المتعدد ، الذي يتسبب في قيام الجهاز المناعي بمهاجمة غمد المايلين ، مما يؤدي إلى إزالة الميالين من المحور العصبي. عندما يتم إزالة الميالين من المحور العصبي ، ستنخفض سرعة التوصيل بشكل كبير ، وبالتالي ، ينتقل جهد الفعل بشكل أبطأ إلى المستجيب (مثل العضلات) ، مما يؤدي إلى فقدان الحركة.

تتسبب النقطة التي يتم فيها إزالة استقطاب غشاء المحور العصبي في إنشاء دائرة محلية بين المنطقة المنزوعة الاستقطاب والمنطقة على جانبيها. يؤدي هذا أيضًا إلى فقدان الاستقطاب في المناطق على كلا الجانبين. بهذه الطريقة ، يكتسح جهد الفعل على طول المحور العصبي.

فترة المقاومة للحرارة تمنع جهد الفعل من السفر للخلف. هناك نوعان من فترات المقاومة ، فترة المقاومة المطلقة وفترة المقاومة النسبية. فترة المقاومة المطلقة هي عندما لا يستطيع الغشاء توليد جهد فعل آخر ، بغض النظر عن حجم التحفيز. وذلك لأن قنوات أيون الصوديوم ذات الجهد الكهربائي معطلة. فترة المقاومة النسبية هي عندما يمكن للغشاء أن ينتج جهد فعل آخر ، إذا كان المنبه أكبر من الطبيعي. وذلك لأن بعض قنوات أيون الصوديوم ذات الجهد الكهربائي قد تعافت ولا تزال قنوات أيون البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي مفتوحة. فترة المقاومة النسبية هي فترة فرط الاستقطاب بعد جهد فعل [2].

تُعرف جهود الفعل في الخلايا العصبية أيضًا باسم "النبضات العصبية" أو "النبضات" [3] [4].


إمكانات العمل

جهد الفعل هو انعكاس قصير لإمكانات الغشاء حيث يتغير إمكانات الغشاء من -70 مللي فولت إلى + 30 مللي فولت. عندما يصل غشاء تلة العصبون المحوري إلى العتبة ، يحدث تغيير سريع في إمكانات الغشاء في شكل جهد فعل.

هذا التغيير المتحرك في إمكانات الغشاء له ثلاث مراحل. الأول هو إزالة الاستقطاب ، يليه عودة الاستقطاب وفترة قصيرة من الاستقطاب المفرط. تحدث هذه الأحداث الثلاثة خلال بضعة أجزاء من الألف من الثانية.

إمكانات العمل: A. التخطيطي و B. العمل الفعلي التسجيلات المحتملة. جهد الفعل هو مثال واضح على كيفية عمل التغييرات في إمكانات الغشاء كإشارة.

  • يحدث نزع الاستقطاب ، الذي يُطلق عليه أيضًا مرحلة الصعود ، عندما تندفع أيونات الصوديوم موجبة الشحنة (Na +) فجأة عبر قنوات الصوديوم المفتوحة ذات الجهد الكهربائي إلى خلية عصبية. مع اندفاع صوديوم إضافي إلى الداخل ، فإن إمكانات الغشاء تنعكس في الواقع قطبيتها. خلال هذا التغيير في القطبية ، يطور الغشاء فعليًا قيمة موجبة للحظة (+40 ملي فولت).
  • تحدث مرحلة عودة الاستقطاب أو السقوط بسبب الإغلاق البطيء لقنوات الصوديوم وفتح قنوات البوتاسيوم ذات الجهد الكهربائي. نتيجة لذلك ، تنخفض نفاذية الغشاء إلى الصوديوم إلى مستويات الراحة. مع انخفاض دخول أيون الصوديوم ، تنفتح قنوات البوتاسيوم ذات الجهد البطيء وتندفع أيونات البوتاسيوم خارج الخلية. يعمل هذا الطرد على استعادة إمكانات الغشاء السلبي للخلية.
  • فرط الاستقطاب هو مرحلة تظل فيها بعض قنوات البوتاسيوم مفتوحة ويتم إعادة ضبط قنوات الصوديوم. تؤدي فترة زيادة نفاذية البوتاسيوم إلى تدفق مفرط للبوتاسيوم قبل إغلاق قنوات البوتاسيوم. ينتج عن هذا فرط الاستقطاب كما يظهر في انخفاض طفيف بعد الارتفاع.

إن انتشار جهد الفعل مستقل عن قوة التحفيز ولكنه يعتمد على فترات الانكسار. الفترة من فتح قنوات الصوديوم حتى تبدأ قنوات الصوديوم في إعادة الضبط تسمى فترة الانكسار المطلق. خلال هذه الفترة ، لا يمكن للخلايا العصبية الاستجابة لمنبه آخر ، مهما كانت قوته.


كيف ينتشر البوتاسيوم من خلال غشاء يستطيع الصوديوم & # x27t؟

في علم الأحياء نحن نتحدث عن إمكانات الفعل. جزء واحد من ذلك هو فتح بروتينات قناة الصوديوم بحيث يمكن أن تمر إلى المحور العصبي. لكن علمنا أن البوتاسيوم يمكن أن يمر عبر غشاء الخلية دون مشاكل. الصوديوم والبوتاسيوم كلاهما موجب الشحنة والصوديوم يجب أن يكون في الواقع أصغر قليلاً بسبب وجود عدد أقل من الإلكترونات التي تدفع بعضها البعض بعيدًا ، مما يعني أنه إذا كان البوتاسيوم يمكن أن يمر عبر شيء ما ، فيجب أن يكون الصوديوم أيضًا قادرًا على ذلك. لذا فإن سؤالي هو كما هو مذكور أعلاه: كيف يمكن للبوتاسيوم أن ينتشر من خلال شيء ما إذا كان الصوديوم قادرًا على & # x27t.

ملاحظة. لقد تعلمت كل هذا باللغة الألمانية وبحثت في Google عن الترجمات ، لذا يرجى إعفاء أي مفردات خاطئة ولا تتردد في تصحيح أي أخطاء قد أكون قد ارتكبتها.

تحرير: شكرًا لكم جميعًا على إجاباتكم. لقد كانت مفيدة حقًا في فهم ما تعلمته في المدرسة!

لا يمكن لأي أيون أن يمر مباشرة عبر الغشاء الخلوي. ومع ذلك ، هناك قنوات عادة الفتح الذي يسمح بمرور الأيونات ، مثل البوتاسيوم. هذه تسمى بشكل مناسب قنوات التسرب. إنها ليست ذات بوابات جهد ، لذلك إذا نظرت إلى منحنياتها IV فهي في الأساس علاقة أومية (خط مستقيم). عندما يقول الناس إن إمكانات غشاء الراحة يتم تعيينها بواسطة البوتاسيوم ، فذلك لأن الغشاء أكثر نفاذية للبوتاسيوم. أو بطريقة أخرى ، هناك المزيد من القنوات التي تسمح للبوتاسيوم بالتسرب من الخلية ، وتقليل الشحنة الإيجابية الصافية للخلية ، ودفع إمكانات الغشاء نحو إمكانية انعكاس البوتاسيوم.

عندما تفكر في القنوات ، فإن أيون أصغر لا يعني دائمًا أنه سيمر إذا كان بإمكان أيون أكبر. هناك مرشحات انتقائية يمكن أن تجعل كل قناة خاصة بأيونات معينة. تعتمد مرشحات الانتقائية هذه على التفاعلات بين الأحماض الأمينية في المسام والأيونات أثناء مرورها ، و / أو إذا كان من المناسب كهربائيًا تجريد غلاف الترطيب مؤقتًا للسماح بالمرور. إنه أمر معقد للغاية في الواقع.

هذه الإجابة صحيحة وسأكملها بمصدر بأشكال وأوصاف بسيطة وسهلة الفهم بشكل خاص.

هذه! ببساطة: لا يمكن للأيونات أن تنتشر عبر الغشاء ويمكن أن تمر فقط عن طريق النقل السلبي أو النشط (عبر القنوات). والفقرة الثانية على هذا النحو. القنوات محددة للغاية فيما يتعلق بما سوف يمر ، لذلك لا يمكن للصوديوم أن يمر عبر قنوات البوتاسيوم والعكس صحيح.

ماذا تقصد بالعادة؟ هل هناك أوقات تسرب القنوات تغلق؟ كيف تعمل مقارنة بالقنوات ذات الجهد الكهربائي الأخرى؟

على الظهر ، كيف تسمح القناة فقط لـ K بدلاً من Na ، على الرغم من أن & # x27s في الواقع 10000: 1 ، كل أيون له غلاف مائي ويجب على الأيون إلقاء قشرته المائية في المسام النهائية ، وتتناسب قناة البروتين تمامًا مع الغلاف المائي لـ K.

لا تسمح قنوات البوتاسيوم في الواقع بتدفق الأيونات فقط مثل الأنبوب. يتسبب الأيون في تغيير تكوينه ، وهو قناة البوتاسيوم التي تسمح لها بالخروج على الجانب الآخر من الغشاء. فكر في الأمر على أنه باب دوار لمترو الأنفاق يتم فتحه فقط عند دخول الكائن ذي الحجم المناسب. يمكن أن تدخل أيونات الصوديوم في الفتحة ، لكنها ليست بالحجم المناسب لإحداث التغيير التوافقي ، لذا لا يمكنها المرور

أو مثل وضع عملة معدنية في فتحة gumball. إذا وضعت أي شيء آخر غير الربع ، فستحصل على & # x27t دورة.

أعتقد أن هذا ليس صحيحًا. سيتعين على الأيون الارتباط بالقناة لإحداث تغيير في شكله ، وستكون حركيات هذا بطيئة جدًا للسماح بالتدفق السريع للأيونات كما هو الحال في إمكانات الفعل (مع الأخذ في الاعتبار أن كل أيون فردي يجب أن يتصل بالقناة). هل يمكنك تقديم بعض المراجع لأن مطالبتك مثيرة جدًا للاهتمام إذا كانت صحيحة. في القنوات ذات البوابات ذات الجهد الكهربائي ، يأتي التغيير التوافقي من الجهد ويجب أن تتدفق الأيونات إلى أسفل منحدرها بمجرد فتح القناة. السبب في عدم تدفق الصوديوم (الذي له نصف قطر ذري أصغر من K +) إلى أسفل التدرج بسبب جزيئات الماء المرتبطة بأيون الصوديوم. بشكل أساسي ، نظرًا لأنه أصغر حجمًا ، فإن جزيئات الماء تشكل روابط ضعيفة حولها أكثر من تلك الموجودة حول أيون K +. لذلك عندما يتدفق Na + لأسفل قناة ، فإنه يحتوي على أمتعة H2O أكبر من K + بحيث لا يتناسب معها.

هذا غير صحيح بعض الشيء. لم يتم تشكيل مرشح الانتقائية من خلال تغيير توافقي. تقوم أيونات K + التي تتحرك أسفل المسام بعمل روابط مع المجموعات الكيميائية في القناة & # x27s المسام (مجموعات الكربوكسيل). أيون K + هو الحجم المناسب لمبادلة طبقة جزيئات الماء (غلاف الترطيب) بالروابط مع المسام. لكن أيون Na + له غلاف ترطيب بحجم خاطئ ، ومن ثم فهو لا يرتبط بمجموعات الكربوكسيل ولا يمر عبر المسام. انظر مبادئ Lehninger للكيمياء الحيوية ، ص. 410.

لا يمكن للبوتاسيوم ولا الصوديوم أن ينتشر من خلال غشاء الخلية بمفردهما. تحتوي الخلايا العصبية في الواقع على قنوات لتسرب البوتاسيوم تسمح للبوتاسيوم بالخروج من الخلية أثناء الراحة ، مما يحافظ على إمكانية الراحة.

أشعر أن الكثير من الإجابات هنا لا تخوض في التفاصيل الكافية ، لذلك سأجربها. الرجاء تصحيح / إضافة أي شيء أقوله.

لا تقوم طبقات الغشاء الثنائية بتوصيل الأيونات بشكل جيد بطبيعتها. ويرجع ذلك إلى الطبقة الكارهة للماء في الوسط والتي تتكون من ذيول الأحماض الدهنية الكارهة للماء ، مما يجعل دخول الأيونات المشحونة أمرًا غير مواتٍ. يرجع السبب في أنها غير مواتية إلى أن ذيولها لا تشكل أي تفاعلات شحنة شحنة مع الأيونات (فكر + تجاذب فعال ، ومجموعات الألكان / الألكين غير قادرة على تكوين هذه). هذا يعني أن K + و Na + يعبران الغشاء ببطء شديد.

لزيادة سرعة التوصيل عبر الغشاء ، توجد قنوات أيونية. هذه بالطبع لها مسألة الخصوصية - فأنت تريد فقط إجراء أيونات معينة في أوقات معينة ، ولا يمكن أن يكون لديك ثقب في الغشاء فقط. في حالة إمكانات الفعل ، فأنت تريد على وجه التحديد إجراء Na + خارج الخلية أولاً أسفل تدرج التركيز ، و K + في الخلية بعد ذلك مباشرة ، وأيضًا إلى أسفل تدرج التركيز.

من الواضح أن أحد الأشياء التي يجب اشتقاقها هو الشحنة الموجبة. الأحماض الأمينية مثل الجلوتامات والأسبارتات لها شحنة سالبة للتفاعل مع الكاتيونات. هذا يعني أن وجود بقايا الأحماض الأمينية هذه في تجويف القناة سيميز ضد الأيونات السالبة الشحنة مثل Cl-

ثم هناك حجم بالطبع. من السهل نسبيًا التفريق بين ، على سبيل المثال ، Ca2 + و Na + - يكون التجويف أضيق لـ Na +

هنا يأتي سؤالك - كيف تفرق بين K + ، أيون أكبر ، و Na + ، أيون أصغر يتناسب بالتأكيد مع ثقب أكبر مطلوب لـ K +؟

في هذه المرحلة ، يمكنك التمييز من خلال الفرق في طاقة الماء. سيستخدم كل أيون عددًا معينًا من جزيئات الماء ليذوب نفسه مما سيشكل غلافًا مرتبًا نوعًا ما. تحتوي هذه الأصداف على عدد مختلف من جزيئات الماء حسب حجم وشحنة الأيون.

تستخدم القنوات الأيونية هذا. لديهم قناة ضيقة بما يكفي بحيث لا يتلاءم الأيونات المذابة - يجب التخلص من غلاف الذوبان أولاً. لكي تكون القناة مواتية بقوة ، تحتاج إلى تعويض كامل عن طاقة الذوبان ، والتي تتم عن طريق الشحنات الساكنة السالبة المطلوبة في أضيق منطقة من القناة. لنأخذ قناة K + ، والتي يكون البروتين النموذجي لها هو Kcsa. في أضيق جزء ، يحتوي البروتين على تسلسل TVGYG. هذا التسلسل مرن بسبب بقايا الجلايسين ، والتي تسمح لأكسجين الكربونيل بتوجيه أنفسهم نحو اللومن. هذه الأكسجين الكربوني ، التي لها ثنائي أقطاب سالب ، موجهة بشكل مثالي للتفاعل مع K + الوارد ، لتعويض طاقة الذوبان. في حالة Na + ، أيون أصغر ، تكون جزيئات الكربونيل هذه متباعدة جدًا بحيث تتفاعل جميعها في وقت واحد مع الأيونات الواردة ، لذا فإن توصيل Na + غير موات.

ومن ثم لديك قناة تميز بين الأصنام المختلفة وتسمح فقط K + بالمرور. يتم ذلك عن طريق تمايز الشحنة ، وانسداد الحجم ، والاختلاف في إذابة الماء.

المصدر: يدرس حاليا شهادة في الكيمياء الحيوية. من المسلم به أن هذا كله بعيد عن رأسي - لذا يرجى إعلامي إذا كنت قد حصلت على أي خطأ.


قناة تسرب البوتاسيوم

تعد قناة تسرب البوتاسيوم أحد المكونات الرئيسية التي تحافظ على إمكانات الغشاء في الخلايا الحيوانية. يتم إنشاء جهد الغشاء من خلال الاختلاف في الشحنة الكهربائية على جانبي الغشاء. هذا الاختلاف في الجهد الكهربائي ناتج عن مضخة الصوديوم والبوتاسيوم وانتشار أيونات K + عبر قناة تسرب البوتاسيوم. تضخ قناة Na + -K + ثلاثة Na + & # 160 خارج الخلية لكل اثنين من أيوني K + تضخ فيهما. وهذا يخلق تدرجًا كيميائيًا لـ K + ، والذي يمكن أن يتحرك بحرية عبر الغشاء عبر قناة تسرب البوتاسيوم . علاوة على ذلك ، يوجد تدرج كهربائي يعمل على K + حيث يكون الجزء الداخلي للخلية أكثر سلبية من الجانب الخارجي. لذلك تنجذب K + مرة أخرى إلى الخلية أسفل هذا التدرج الكهربائي. في النهاية يتم تحقيق توازن بين التدرج الكهربائي والكيميائي لـ K +. عندما يكون الغشاء في هذه الحالة ، يُعرف باسم إمكانات غشاء الراحة والشحنة السالبة النسبية للخلية الداخلية الناتجة عن قناة تسرب البوتاسيوم وتسمح مضخة Na + -K + بإنشاء جهد فعل [1]

الوظائف - في الخلايا القابلة للإثارة مثل الخلايا العصبية ، تقوم بتعيين إمكانات غشاء الراحة.


لماذا يكون غشاء الخلية أكثر نفاذاً لأيونات البوتاسيوم عندما يكون أكبر من الصوديوم؟

أفهم أن هناك قنوات تسرب ومضخة Na + K + ATP ولكن لماذا سيكون من المفيد اختيار K + أو Na +. Na + هي الأشياء الأصغر والأصغر تنتشر بشكل أسرع من الأكبر ، فلماذا تطور الغشاء لـ K +؟

إنها مسألة قنوات أيونية.

عن طريق القنوات الأيونية ، تكون الخلايا العصبية قادرة على أداء وظائفها. تضخ هذه القنوات K + في الخلايا العصبية ، وتطرد Na + ، لذا فهي تعمل بشكل أساسي ضد بعضها البعض. عندما تفتح قنوات البوتاسيوم ، يندفع البوتاسيوم إلى الداخل ، مما يجعل الخلية أكثر إيجابية ، مما يحفز إغلاق قناة البوتاسيوم وفتح قناة الصوديوم.

لكن الخلايا ، مثل البشر ، كسولة. إنهم يريدون استخدام طاقة أقل عند ضخ تلك الأيونات داخل وخارجهم. تذكر أن القنوات الأيونية تفتح وتغلق في كل مرة يريد فيها البوتاسيوم أو الصوديوم الدخول إلى الخلية؟ حسنًا ، يحدث أنه مقابل كل اثنين من أيونات K + التي يتم جلبها ، يتم إحضار ما مجموعه ثلاثة أيونات Na +. لذلك ، يتطلب الأمر مزيدًا من الطاقة لجلب الصوديوم.

إذن للإجابة على سؤالك:

tldr: إن إدخال البوتاسيوم إلى الخلية يتطلب طاقة أقل مقارنة بالصوديوم ، لذلك ، على الرغم من كونه أكبر من الصوديوم ، تفضل الخلايا البوتاسيوم.

أفهم كل ما قلته والمفاهيم وأعتقد أنني لم & # x27t إطار سؤالي بشكل صحيح. أنا & # x27m أطرح سؤالاً بخصوص التطور ولماذا طورت الخلية ، من منظور تطوري ، قنوات أيونية للبوتاسيوم بدلاً من الصوديوم منذ مليارات السنين؟ على أي حال ، أعتقد أن الإجابة هي أن التطور ليس مثاليًا وهذا هو بالضبط ما حدث.

OP ، أعتقد أن لدي إجابة لك! أفهم سؤالك: لقد غطيت هذا في عامي الثاني في uni. يمكنني البحث عنها لاحقًا ، لكن TLDR هي أن قنوات البوتاسيوم ذات قطر ثابت ، ويتكون الجزء الداخلي بحيث يوجد دائمًا 6 ذرات أكسجين أزواج خطية من الإلكترونات يمكنها تثبيت أيون البوتاسيوم أثناء مروره. الصوديوم أصغر بكثير من البوتاسيوم ، لذلك لا يمكن لسحابة الإلكترون الخاصة به أن تقطع وتقتسم الأزواج الوحيدة من ذرات الأكسجين هذه (ربما 3 أو 4) ، وهي غير كافية لتثبيت الأيونات. يأتي كل هذا من IIRC للتشغيل لأن الأيونات يجب أن يكون لها غلاف المذيب (غلاف جزيئات الماء التي تثبت الأيونات في المحلول) من أجل المرور عبر القناة وهذا يكلف الطاقة. يجب أن يؤدي تثبيت الأيونات أثناء وجوده في القناة إلى تسهيل العملية ، وبالتالي يمكن أن يمر البوتاسيوم ولكن لا يمكن للصوديوم ذلك.


نتائج

الاعتماد الأيوني لمعدل التعطيل من النوع C في A463C

البدائل في الموضع A463 في S6 من شاكر تؤثر قناة البوتاسيوم على معدل التعطيل من النوع C ، وهي عملية تحكمها إشغال الأيونات (Hoshi et al. ، 1991 Lopez-Barneo et al. ، 1993 Baukrowitz and Yellen ، 1995). درسنا آثار طفرة تقارب البوتاسيوم A463C على تعطيل النوع C واعتماده على الظروف الأيونية. كما تم وصفه سابقًا (Hoshi et al. ، 1990 Lopez-Barneo et al. ، 1993) ، في النوع البري شاكر قناة B مع إلغاء تنشيط النوع N ، يتم تعطيل النوع C على طول دورة زمنية أسية واحدة مع ثابت زمني 1.4 ثانية في الظروف الفسيولوجية (الشكل 2 أ) يؤدي زيادة البوتاسيوم الخارجي إلى 140 ملي مولار إلى إبطاء وقت التعطيل الثابت هذا إلى 2.6 ثانية ( الشكل 2 ب). أظهر Baukrowitz و Yellen (1995) أنه حتى في حالة عدم وجود البوتاسيوم الخارجي ، فإن تدفق البوتاسيوم عبر القناة يكفي لاحتلال الموقع الذي يؤثر على تعطيل النوع C بشكل كبير. وفقًا لذلك ، يؤدي تقليل تركيز البوتاسيوم الداخلي إلى تقليل التدفق عبر القناة ويؤدي إلى معدلات تعطيل من النوع C أسرع (كد = ∼2 ملي مول) (Baukrowitz and Yellen ، 1995 Starkus et al. ، 1997).

يؤدي استبدال بقايا السيستين للألانين في الموضع 463 إلى تقليل تقارب موقع ارتباط أيوني داخلي في المسام (Ogielska and Aldrich ، 1998) ، وافترضنا أنه ربما يتم تعطيل قنوات A463C بسرعة بسبب انخفاض شغل ذلك موقع عن طريق البوتاسيوم. ومع ذلك ، وجدنا أن متحولة A463C معطلة بشكل أبطأ من النوع البري في البوتاسيوم الخارجي المنخفض (2 ملي مولار ، الشكل 2 ج). علاوة على ذلك ، فإن رفع تركيز البوتاسيوم الخارجي لم يؤدي إلى إبطاء التعطيل (140 ملي مولار ، الشكل 2 د) في A463C كما فعل في قناة النوع البري. تتعارض هذه النتيجة مع الفكرة البسيطة القائلة بأن A463C يقلل من إشغال الموقع الذي ينظم بشكل مباشر تعطيل النوع C. هناك بديلان محتملان: (أ) تعطل طفرة A463C التغيير المطابق المرتبط بتعطيل النوع C ولا يمكن تعطيل القناة بغض النظر عن تركيز البوتاسيوم ، أو (ب) موقع التعطيل من النوع C مشغول بالفعل إلى أقصى حد بـ 2 ملي مولار خارجي البوتاسيوم ، وبالتالي زيادة التركيز غير فعالة. للتمييز بين هذين الاحتمالين ، قمنا بفحص معدل التعطيل في ظل الظروف التي ينبغي أن تقلل من إشغال البوتاسيوم في الموقع الخارجي (النوع C). لقد استنتجنا أنه إذا كان التعطيل بطيئًا في A463C بسبب تشبع الموقع من النوع C ، فيجب أن يؤدي تقليل إشغال البوتاسيوم في هذا الموقع إلى تعطيل أسرع. لم يزداد معدل التثبيط عندما تم استبدال البوتاسيوم الخارجي بالأيون الخامل NMG (الشكل 2 هـ) ، مما يشير إلى أن تدفق البوتاسيوم ربما يكون كافيًا لإشباع الموقع الخارجي (انظر Baukrowitz and Yellen ، 1995). في الواقع ، عندما قللنا تركيز البوتاسيوم الداخلي من 140 إلى 5 ملي مولار ، أدى الانخفاض في تدفق البوتاسيوم إلى تعطيل أسرع من النوع C (الشكل 2 F). تشير هذه النتيجة إلى أن آلية التعطيل من النوع C موجودة في A463C ، وأنه لا يزال من الممكن تنظيمها عن طريق إشغال البوتاسيوم.

يشير تشبع تأثير البوتاسيوم حتى في حالة عدم وجود البوتاسيوم الخارجي إلى أن طفرة A463C يبدو أنها تزيد من شغل البوتاسيوم في الموقع الذي يحكم تعطيل النوع C مقارنةً بالقناة البرية تحت نفس الظروف الأيونية. بعد هذا المنطق ، تساءلنا عما إذا كان إشغال الصوديوم سيزداد أيضًا ، وبالتالي ما إذا كان تعطيل النوع C لـ A463C المقاس في محاليل الصوديوم المتناظرة سيكون أبطأ مما هو عليه في القناة من النوع البري. تقارب البوتاسيوم العالي من النوع البري شاكر تجعل دراسة توصيل الصوديوم صعبة (Starkus et al.، 1997 Ogielska and Aldrich، 1998). ومع ذلك ، Starkus et al. (1997) وجد أن النوع البري شاكر تتعطل القناة بسرعة مع الصوديوم مثل أيون موصل (انظر أيضًا الشكل 3 أ). إما أن الصوديوم لا يعيق تعطيل النوع C بكفاءة مثل البوتاسيوم في القناة من النوع البري ، أو أن الموقع الذي يؤثر على تعطيل النوع C لا يشغله الصوديوم بدرجة كافية لإبطاء التغيير التوافقي التعطيل من النوع C بشكل كبير. يسمح الانخفاض في تقارب البوتاسيوم الظاهر في A463C بتدفق كبير للصوديوم في غياب البوتاسيوم المضاف (Ogielska and Aldrich ، 1998). ومع ذلك ، لم يلاحظ أي تعطيل أثناء نبضة تبلغ 400 مللي ثانية في الصوديوم المتماثل (الشكل 3 ب) ، على الرغم من حدوث انخفاض بطيء مع زيادة مدة النبض (الشكل 3 ج). هذا على عكس القناة من النوع البري ، التي تم تعطيلها في & lt20 مللي ثانية في محاليل الصوديوم المماثلة (الشكل 3 أ). يُعزى تيار الحالة المستقرة المرتفع المتبقي بعد عابر التعطيل إلى توصيل الصوديوم من خلال حالة C- معطلة من شاكر قناة (ستاركوس وآخرون ، 1998). وفقًا لذلك ، هناك تفسيران محتملان للتثبيط البطيء الذي لوحظ في متحولة A463C: (أ) الصوديوم أكثر قدرة على التداخل مع تعطيل النوع C في الطفرة مقارنة بالقناة البرية ، أو (ب) تعطيل A463C بسرعة كبيرة في هذه المحاليل ويرجع تيار الصوديوم الملحوظ إلى الصوديوم من خلال حالة غير نشطة للقناة.

لقد أظهرنا سابقًا أنه في وجود الصوديوم الخارجي تقل قدرة البوتاسيوم الداخلي على منع تيارات الصوديوم ، مما يشير إلى أن الصوديوم الخارجي يمكن أن يدخل المسام ويزعزع استقرار أيون البوتاسيوم الداخلي في A463C (Ogielska and Aldrich ، 1998). لقد استنتجنا أنه ربما يمكن أن يتداخل الصوديوم الخارجي أيضًا مع تعطيل النوع C في متحولة A463C ، وتوقعنا أنه في حالة عدم وجود الصوديوم الخارجي ، فإن القناة ستعطل بسهولة. إذا تكررت التجربة الموضحة في الشكل 3 C مع الأيون غير المنجز NMG + باعتباره الأحادي التكافؤ الخارجي الأساسي ، فإن القناة تتعطل بسهولة مع ثابت زمني يبلغ 43 ± 8 مللي ثانية (ن = 19 الشكل 3 د). مع البوتاسيوم كأيون موصل ، كان التدفق عبر القناة كافيًا لإشباع موقع التعطيل من النوع C (الشكل 2 هـ). على الرغم من أن الصوديوم يتداخل مع تعطيل النوع C في A463C ، يبدو أن تدفق الصوديوم غير كافٍ لتشبع الموقع الخارجي (الشكل 3 د). قد تكون الملاحظة التي تشير إلى أن معدل التعطيل يختلف اعتمادًا على أنواع الأيونات التي تتخلل المسام انعكاسًا لانتقائية البوتاسيوم المتأصلة في موقع التعطيل من النوع C أو ، بدلاً من ذلك ، قد تكون نتيجة انخفاض إشغال Na + في C- اكتب موقع بسبب انخفاض معدل تدفق Na + عبر القناة. إذا كان الصوديوم يمنع تعطيل النوع C في طفرة A463C من خلال الارتباط داخل المسام ، فيجب أن تكون التركيزات المنخفضة من الصوديوم الخارجي قادرة على إبطاء عملية التعطيل. في الواقع ، عند إضافة 1 ملي صوديوم إلى محلول NMG الخارجي ، يتم إبطاء تعطيل (الشكل 4 أ). قد يكون الانخفاض الملحوظ في سعة الذروة نتيجة لتفاعل متعدد الأيونات في المسام ، ولكن لم يتم التحقيق في هذا الأمر بشكل أكبر. لتسهيل المقارنة ، تم طرح تيار الحالة المستقرة وتم قياس السعات الحالية (الشكل 4 أ ، أسفل). إن الملاحظة التي تشير إلى أن الصوديوم يبطئ بشكل مباشر من التعطيل من النوع C يجادل ضد احتمال أن النقص الواضح في التعطيل في محاليل الصوديوم المتناظرة يرجع إلى القنوات التي تم تعطيلها بالفعل وتجريها من خلال الحالة المعطلة. ومع ذلك ، في حالة عدم وجود الصوديوم الخارجي ، من المحتمل أن تقوم قنوات A463C بإجراء Na + من خلال كل من الحالات المفتوحة وغير النشطة كما لوحظ سابقًا في النوع البري شاكر قناة (انظر Starkus et al. ، 1998). على الرغم من أن الفكرة القائلة بأن الحالة الحالية للحالة المستقرة ناتجة عن الأيونات التي تمر عبر الحالة المعطلة من النوع C هي فكرة مثيرة للاهتمام ، إلا أن أصلها في متحولة A463C غير واضح ويتجاوز نطاق هذه الدراسة.

نظرًا لوجود NMG + الخارجي والصوديوم الداخلي ، غالبًا ما يكون الموقع الخارجي فارغًا ويتم تعطيل A463C بسهولة ، سألنا عما إذا كانت إضافة البوتاسيوم الداخلي يمكن أن تبطئ تعطيل النوع C في هذه الحلول. لقد استنتجنا أنه من خلال زيادة تركيز البوتاسيوم الداخلي ، يجب أن نزيد من إشغال البوتاسيوم في الموقع الخارجي (النوع C) ويجب إبطاء التعطيل من النوع C بشكل متزامن. في الشكل 4 ب ، تم استنباط أثر التحكم في وجود NMG خارجي و Na داخلي ولوحظ التعطيل السريع. Under these ionic conditions, the apparent potassium affinity of the internal site is 2.5 mM (Ogielska and Aldrich, 1998). The addition of 2.5 mM potassium to the internal solution resulted in the expected channel block (∼45%) and the remaining current inactivated with a slower time course than the control trace (Fig. 4 B). Subtracting the steady state current and scaling the amplitudes of the two traces facilitates the comparison (Fig. 4 B, bottom). The inactivation time constant increases roughly twofold from 43 ± 8 ms (ن = 19) to 82 ± 11 ms (ن = 5). These experiments demonstrate that as potassium appreciably occupies the channel pore it is able to interfere with C-type inactivation in A463C.

Decreased Ion–Ion Interactions Result in Increased Occupancy of the C-Type Site

Previous work has shown that the A463C mutant decreases the apparent potassium affinity and, at subsaturating concentrations, the occupancy of an internal ion binding site in the pore (Ogielska and Aldrich, 1998). Present experiments, however, suggest that A463C also increases the occupancy of an external site as reflected by the slow rates of C-type inactivation in both sodium and potassium solutions. One possibility is that the A463C mutation alters the overall structure of the pore and therefore affects the properties of several ion binding sites. Alternatively, increased occupancy at the external (C-type) site may be a secondary effect of the decreased affinity at the more internal site. If ions at the internal and external sites can mutually destabilize one another, then decreasing the occupancy of the internal site should increase the occupancy of the external site by decreasing the electrostatic interactions among ions in the pore. The observation that external sodium ions can enter the pore and decrease the apparent affinity of a blocking potassium ion at the internal site in the A463C mutant is consistent with the hypothesis that ions interact with one another in the channel pore (Ogielska and Aldrich, 1998).

In the presence of external sodium, the external (C-type) site is occupied, preventing inactivation (Fig. 3, B and C). We reasoned that by increasing ion occupancy at the internal site we should increase repulsive ion interactions in the pore and destabilize the sodium ion bound at the external (C-type) site. The emptying of the external site would be reflected in an increased rate of C-type inactivation. Potassium binds with a higher affinity than sodium and therefore blocks the sodium current at low concentrations. In symmetrical sodium solutions, the apparent internal potassium affinity of A463C is ∼6 mM (Ogielska and Aldrich, 1998). Adding low (millimolar) concentrations of internal potassium should therefore increase the occupancy of the internal site and concomitantly increase the repulsive interactions among ions in the pore. Increased repulsive interactions should destabilize the sodium ion bound at the external site and increase the C-type inactivation rate of the channel (Fig. 5 A).

In symmetrical sodium solutions, the occupancy of the external (C-type) site by sodium is high, and no inactivation is observed (Fig. 5 B). When the occupancy of the internal site was increased by the addition of 1 mM potassium to the internal solution, significant inactivation was observed in addition to channel block (∼13%) (Fig. 5 B). Under these ionic conditions, A463C inactivates with a time constant of 198 ± 16 ms (ن = 10), slower than in the absence of external sodium (43 ± 8 ms). These results are consistent with a decrease in the occupancy of sodium at the external site due to repulsive interactions with potassium at the internal site. Alternatively, the slow decline in current could be attributed to a slow potassium block at a second site in the pore. In the latter case, increasing the concentration of internal potassium should accelerate the blocking rate, making the current decline faster. Instead, the addition of 5 mM potassium further slowed the decline of the current (τ = 297 ± 10 ms ن = 3 data not shown). We interpret this slowing to mean that at higher concentration potassium itself occupies the external site and slows C-type inactivation.

The increased occupancy at the external (C-type) site in A463C is therefore best explained by a secondary effect of the decreased potassium affinity of an internal ion binding site. Our results suggest that ions remain bound longer at the more external site in A463C because of decreased repulsive interactions in the pore, not because the intrinsic affinity at that site has been directly increased by the A463C mutation.

External K + Blocks Na + Currents without Affecting C-Type Inactivation

Having found that the A463C channel readily inactivates once the external site is depleted of ions, we wanted to further examine the interactions between potassium and the C-type inactivation gate. We used sodium as the permeant ion to measure the apparent potassium affinity of the external ion binding site. We reasoned that the apparent affinity of the external (C-type) site most likely cannot be determined in blocking studies using internal potassium. Once a potassium ion traverses the pore and reaches the external (C-type) site, it presumably rapidly equilibrates with the external solution, and occupancy of that site would therefore not be perceived as current block. Based on this reasoning, we expected that low concentrations of external potassium would block the sodium current by binding to the external (C-type) site and concomitantly slow the rate of C-type inactivation.

Currents were recorded from outside-out patches in the presence of external NMG + and internal Na + . Sweeps were 180 ms in duration to give the channels ample time to inactivate (Fig. 6 A). Micromolar concentrations of potassium were sufficient to block the observed sodium currents (Fig. 6 A). The fraction of unblocked currents (I/Imax) is plotted against external potassium concentration in Fig. 6 B (•). The data are well fitted with a single binding isotherm yielding an apparent potassium affinity of ∼100 μM. To compare the inactivation rates, the steady state current was subtracted and the control current was scaled with the current in the presence of 50 μM external potassium (Fig. 6 C). Contrary to our expectation, C-type inactivation progresses at the same rate regardless of the presence or absence of 50 μM external potassium (41 ± 7 ms, ن = 4, and 43 ± 8 ms, ن = 19, respectively). We interpret these data to mean that external potassium is binding to a high affinity site in the pore that is distinct from the external (C-type) site. This is unlike what was observed in a chimeric channel between Kv1.3 and Kv2.1. In that construct, external potassium both blocked the sodium currents with a high affinity and simultaneously slowed down the C-type inactivation process (Kiss and Korn, 1998).

To examine further the properties of the high affinity binding site that is accessible from the external solution, we asked whether external potassium could still block in the presence of 140 mM external sodium. The experiments were performed in symmetrical sodium solutions and we found that external potassium could still block the sodium current with a high affinity, كد = ∼300 μM (Fig. 6 B, ○). The apparent potassium affinity is decreased in the presence of external sodium as compared with external NMG + (∼300 vs. ∼100 μM), presumably as a result of ion–ion interactions. Potassium and sodium are either competing for entry into the channel or else cannot occupy the pore simultaneously. External potassium blocks sodium currents at submillimolar concentrations independent of the occupancy of the external (C-type) site (compare Fig. 6 B, ○ and •).

Given the sensitivity of C-type inactivation to the presence of external ions (Lopez-Barneo et al., 1993 Baukrowitz and Yellen, 1995), the observation that it proceeds through a localized constriction of the outer mouth of the pore (Yellen et al., 1994 Liu et al., 1996), and the visualization of an ion bound at an external site in the crystal structure (Doyle et al., 1998), it is most likely that the site that controls C-type inactivation is the external site. Since the rate of C-type inactivation is unaffected when externally applied potassium is bound at its blocking site (Fig. 6 C), the high affinity site cannot be the external (C-type) site. External potassium presumably first binds to the C-type site but rapidly proceeds to a higher affinity blocking site, the occupancy of which does not interfere with C-type inactivation (Fig. 7, outlined scheme). The finding that external potassium still blocks sodium currents with a high affinity in the presence of external sodium indicates that the blocking ion presumably first displaces the bound sodium and subsequently binds at a higher affinity site in the pore. For example, sodium may bind and unbind rapidly at the C-type inactivation site while potassium enters deeper into the pore of the channel (Fig. 7, gray scheme). The rapid equilibration of the external (C-type) site is in agreement with the finding by Harris et al. (1998) that ions bound at the outermost site in the شاكر channel are in rapid equilibrium with the external solution.

It is not clear from the data whether the high affinity site accessible from the external solution is the site affected by the A463C mutation. The crystal structure of KcsA predicts that the A463C mutation alters the interaction between the side chain at position 463 in S6 and a conserved valine in the signature sequence (V443) that participates in the formation of an internal ion binding site in the pore (Fig. 1 Doyle et al., 1998). The structural alterations result in a decrease in the measured apparent internal potassium affinity (micromolar into the millimolar range) (Ogielska and Aldrich, 1998). However, present data indicates that externally presented potassium binds to a high affinity (micromolar) site deep within the pore of the A463C mutant channel. If potassium is binding to the same site, regardless of whether it entered the pore from the internal or external solution, then the measured apparent affinity difference must somehow depend on the pathway taken to reach that site, and specifically on the relative occupancy of the neighboring sites. Since potassium is a permeant blocker, the measured apparent affinities do not reflect equilibrium binding affinities and therefore need not be pathway independent. Alternatively, it is possible that the high affinity site is one of the two overlapping internal sites predicted by the KcsA structure. Perhaps the A463C mutation alters the conformation of the V443 backbone in such a way that a potassium ion can no longer rapidly equilibrate between the two internal sites and the different apparent affinities are reflective of the two possible positions a potassium ion can assume.

Since the channel inactivates at the same rate regardless of whether the high affinity site is occupied by potassium, the C-type inactivation gating conformational change must not involve a global alteration of the selectivity filter region of the pore. Our finding is in agreement with Harris et al. (1998), who showed that the C-type inactivation conformational change trapped barium at a high affinity potassium binding site in the شاكر channel pore. We have shown that when an internal site is loaded with K + , the Na + occupancy of the C-type site is decreased as a result of increased electrostatic interactions among ions in the pore (Fig. 5). Since a K + ion bound at a more internal site can repel Na + from the external (C-type) site, thus increasing the overall rate of inactivation, we wondered why the inactivation rate did not increase when externally applied K + is bound to a high affinity site deep within the pore (Fig. 6 C). We reasoned that perhaps, under these ionic conditions (NMG + outside and Na + inside), Na + occupied the C-type inactivation site so infrequently that the presence of the bound K + did not significantly affect the occupancy of the external (C-type) site. We expected that, under conditions when the C-type site is significantly occupied by Na + (symmetrical Na + solutions), the rate of inactivation would be affected when an externally applied K + ion is bound at a deeper high affinity site. However, we found that even in symmetrical sodium solutions the addition of 100 μM external K + blocked the channel without affecting the C-type inactivation rate (data not shown). This difference between the effects of internally and externally applied potassium ions on C-type inactivation is similar to the difference in apparent blocking affinities depending upon internal and external application. This most likely results from ion interactions and the differences in occupancy of the various binding sites depending upon the directions of Na + and K + movement in the channel. The complex behavior of permeant blockers illustrates the interdependence of binding interactions at the sites in the pore and the fact that the measured apparent affinities do not reflect true equilibrium binding constants.


نتائج

In this section we test the validity of our hypothesis through simulations. The aim is to show that cation retention in thin processes leads to the formation of ionic microdomains at the PsC: Na + microdomains were experimentally observed [23] and our hypothesis may very well explain their origin. Specifically, we show that a K + microdomain formed at the PsC, provides the driving force for the return of K + to the extracellular space for uptake by the neurone, thereby preventing K + undershoot. We also show that our model can explain the slow decay of Na + at the PsC after a period of glutamate stimulation, which is in strong agreement with experimental observations [23]. Finally, we use our model to predict the dynamic behaviour of ions under more physiological conditions whereby we simulate neuronal co-release of K + and glutamate from the presynaptic terminal.

The simulation results presented in this section were obtained using Matlab 2015b 64 bit (Windows version) by Mathworks. The forward Euler method of integration was used for simulation with a fixed time step of Δر = 10ميكرومترس.

ECS K + driven PsC K + microdomain formation

To explore how K + retention in the astrocyte process gives rise to a K + microdomain at the PsC and eliminates K + undershoot, several simulations were carried out with the presynaptic neurone stimulated using external currents to produce firing rates of 20Hz, 40Hz, 60Hz and 80Hz. These firing rates are all within physiological frequencies of most cortical pyramidal neurones and fast spiking neurones. The neural stimulus has a duration of

1 minute where the first 0.1 minute allows the model to reach a steady state condition and the stimulus ceases after 1min. Although this is a long period of time, it allowed an investigation into how extracellular and intracellular ionic concentrations would be affected during a sustained period of neural activity. For each simulation, PsECS [Glu] was held constant at the background level. Fig 4 describes [K + ] and [Na + ] dynamics for each of the 4 different stimuli where it can be seen that neuronal release of K + into the PsECS leads to an increase in the astrocyte membrane voltage (Vأ in Fig 4A) because of the change in ionic currents through the PsC membrane. It can also be seen that K + steadily increases within the PsECS ([K + ]PsECS in Fig 4B) and after a period of

0.8 minutes it approaches steady state at higher frequencies where the release rate of K + by the presynaptic neurone equates to the clearance rate by NKA and Kب on both the PsC and the presynaptic terminal, and also K + lost into the GECS. It is also worth noting that as the concentration of K + increase in the PsC ([K + ]PsC in Fig 4C), the Na + concentration with the PsC decrease due to efflux by NKA at the PsC ([Na + ]PsC in Fig 4D). Note: the astrocyte membrane voltage Vأ, [K + ]PsECS and [K + ]PsC all increase with the presynaptic neurone firing rate while [Na + ]PsC النقصان.

(A) Astrocyte membrane voltage (Vأ). (B) [K + ]PsECS. (C) [K + ]PsC. transient. (D) [Na + ]PsC transient.

During neural activity, the NKA and Kالأشعة تحت الحمراء channel currents are responsible for K + uptake while the background K + and KPF currents release K + from the PsC. These currents can be seen in Fig 5 where Fig 5B shows that, contrary to the current thinking [56], the NKA is the dominant driving force for K + uptake while Kالأشعة تحت الحمراء channel (Fig 5A) is much less so for K + clearance: furthermore, clearance by Kالأشعة تحت الحمراء diminishes over time because the changes in the associated reversal potential due to the [K + ]PsC microdomain. Fig 5C shows that IKPF is several orders of magnitude lower than IKir and therefore this slow leakage of K + away from the PsC appears to be a plausible explanation for the emergence of a K + microdomain. Note the saturation and subsequent fall off of IKB at higher frequencies is a direct result of the K + background reversal potential approaching Vأ. This is caused by the rapid build-up of K + in the PsECS and cradle. The high frequency oscillatory behaviour which appears as a thickening of Fig 5A–5D is due to the astrocytic response to the pulsed nature of presynaptic neuronal K + release. As the potassium in the PsECS fluctuates so does the astrocyte NKA pump and to a lesser extent the astrocyte membrane voltage. These fluctuations in the NKA and membrane voltage are also reflected in Na + and K + currents. Inserts in Fig 5A–5D, column 1, are used to show detail of astrocyte K + current dynamics in response to neurone K + release. Note: for clarity only the first column shows this detail as the dynamics for each current is similar for each of the stimulus frequencies.

(A) K + Kالأشعة تحت الحمراء تيار. (B) K + NKA current. (C) K + current along the process. (D) Background K + current.

When the neurone stops releasing K + (

1min) it quickly flows from the PsECS into the ECS which reduces the K + gradient between the PsECS and PsC thereby reducing NKA pump rate, after which a net efflux of K + takes place from the stored K + in the associated microdomain. This points to a new theory whereby K + microdomain formation during neuronal excitation (due to ion retention in the astrocyte process) provides the driver for the return of K + to the PsECS, via background K + leak and Kالأشعة تحت الحمراء4.1 channels, for uptake by the neurone. Fig 6A shows the net transfer of K + across the perisynaptic membrane while Fig 6B shows the net current flow along the process (out of the perisynaptic cradle). During stimulation (0.1 min to 1min) it can be seen that there is a net transfer of K + into the perisynaptic cradle across the membrane (Fig 6A). Since the current flowing along the process to the soma (Fig 6B) is 3 orders of magnitude smaller than the currents entering the cradle, there is a net build-up of K + : essentially a K + microdomain forms because of the low conductance pathway from the cradle to the astrocyte soma. Furthermore, this microdomain allows the efflux of K + from the PsC into the PsECS after neurone stimulation ceases. This can be seen as a spike like current in Fig 6A after 1min and is more pronounced in the 80Hz simulation.

(A) The total K + current flowing across the perisynaptic membrane (IKPSC,mem). During neural activity (Start = 0.1 min) K + in the PsECS is removed by NKA and there is a net influx of K + . When neural activity stops (1min), K + is released back into the PsECS mediated by the background K + channel. This influx/efflux can be seen in A column 4. (B) K + current flowing along the process (IKPF).

Fig 7 shows the Na + currents for the four different stimulus frequencies. All Na + channels, except the NKA (Fig 7B) Na + current, result in Na + influx to the PsC. When the neurone stops firing there is a net influx of Na + into the PsC. The decrease in INaB (Fig 7A) can be explained as follows: Since INaB is dependent on the astrocyte membrane potential as well as Na + gradient there is a sharp decrease in the current due to the astrocyte membrane potential depolarising.

(A) Background Na + current. (B) NKA current. (C) Na + current along the process. During neural activity, the NKA pumps Na + from the cell to allow for K + uptake, therefore there is a net decrease in [Na + ]PsC. When the neurone stops firing, NKA slows down and there is a net uptake of Na + via the remaining channels.

Glutamate driven PsC Na + microdomain formation

As well as K + buffering, astrocytes also provide a critical role in glutamate uptake and recycling via the glutamate-glutamine cycle (GGC) [57]. In this simulation, the role of glutamate transport via EAAT1/2 is investigated and results show that the slow leakage of Na + ions in the astrocyte process causes Na + to increase in the PsC before being returned to the PsECS via the NKA. These results support previously published experimental work [23]: there is no neuronal excitation and therefore the concentration of K + in the PsECS is held constant. The concentration of glutamate in the PsECS was modulated using a Gaussian function as shown in Fig 8A. Fig 8B–8D presents the results of the PsC ionic [K + ]PsC and [Na + ]PsC concentrations and membrane voltage, Vأ, for this simulation.

(A) Glutamate is injected into the PsECS with a Gaussian distribution for

10s with a maximum concentration of 1000μM. (B) PsC membrane voltage depolarises with ionic changes in the PsC. (C) [Glu]PsECS increase causes EAAT1/2 activation and a thereby removing K + and (D) the uptake of Na + .

From Fig 8C and 8D we clearly see that the [K + ]PsC decreases while [Na + ]PsC increases, this is the opposite dynamics to that observed in Fig 4C and 4D. This is because K + in the PsECS is now held constant at 3 mM and therefore all K + channels except the NKA and slow leakage through the astrocyte process remove K + from the PsC (Fig 9) resulting in a net K + efflux. The main driving force behind Na + uptake by the PsC is the EAAT1/2 transporter which is also responsible for the removal of glutamate from the PsECS (Fig 10).

(A) K + EAAT1/2 current. (B) K + Kالأشعة تحت الحمراء تيار. (C) K + NKA current. (D) K + current along the process. (E) K + background current.

(A) Na + EAAT1/2 current. (B) Background Na + current. (C) Na + NKA current. (D) Na + current in the astrocyte process. With the increase of [Glu]PsECS, EAAT1/2 transport rate is increased to remove glutamate from the PsECS, in turn Na + is taken up. Furthermore, as [Na + ]PsC increases, the rate of Na + influx from the background channel decreases. All other channels remove Na + until [Na + ]PsECS reaches steady state conditions once again.

During [Glu]PsECS injection, the EAAT1/2 and Kالأشعة تحت الحمراء release K + at an accelerated rate. This is opposed by NKA and the transport of K + from the astrocyte soma to the PsC. When glutamate falls to baseline levels, the EAAT1/2 and Kالأشعة تحت الحمراء channels quickly revert to their initial rates. NKA and transport of K + from the astrocyte soma is then able to establish baseline ionic concentrations at the PsC.

As in the previous simulation, retention of Na + ions as they flow within the astrocyte process substantially limits the transport rate of these ions away from the PsC. In this case, Na + is restricted and therefore a Na + microdomain forms at the PsC. Note: similar to the results presented in [23] there is a long decay (

80s) transient of Na + which far outlasts the glutamate signal decrease (Fig 8D) and we propose that this is due to the slow removal of Na + by the NKA. These observations could explain previously observed experimental results [23].

ECS K + and Glu driven PsC microdomain formation

The previous two simulations have shown that K + or Na + microdomains form in the PsC when the system is stimulated with PsECS changes in K + or Glu respectively. However, while these simulations show that our hypothesis could potentially explain experimental observations, we now wish to use our model to predict ionic dynamics at the PsC under physiological conditions where both K + and Glu are released at the presynaptic terminal. In this case K + is released by the neurone as before and a 100 μM puff of Glu is released into the PsECS, with each spike event. Presynaptic neurone firing rates are 20Hz, 40Hz, 60Hz and 80Hz, for a period of 0.1min to 1min. The results presented in Fig 11 show that the overall behaviour of the model, i.e. microdomain formation of K + in the PsC, occurs. However, the astrocyte membrane voltage Vأ oscillates (

7mV amplitude) (Fig 11A) caused by the periodic reversal of the Kالأشعة تحت الحمراء channel (See Fig 12A). This reversal is caused by the efflux of K + via the EAAT1/2 (Fig 12E) channel. Moreover, the dynamic behaviour of the reversal potential of the Kالأشعة تحت الحمراء و V.أ continuously cause reversal of the overall polarity (Fig 13), thus causing the Kالأشعة تحت الحمراء channel to periodically reverse direction resulting in an efflux of K + into the ECS this can be seen as oscillations in [K + ]PsECS. It can be observed in Fig 11C and 11D that a K + microdomain is formed in the PsC and its magnitude increases with frequency while the magnitude of Na + reduces. This is due to the behaviour of the K + uptake by NKA dominating over the K + efflux pathways (See Fig 12).

(A) Astrocyte membrane voltage (Vأ). (B) [K + ]PsECS. (C) [K + ]PsC. transient. (D) [Na + ]PsC transient.

(A) K + Kالأشعة تحت الحمراء تيار. (B) K + NKA current. (C) K + current along the process. (D) Background K + current. (E) K + EAAT current. Note: similar to the first simulation, as the neurone firing rate increases the magnitude of all currents also increase.

(A) The astrocyte membrane voltage (blue) and the Kالأشعة تحت الحمراء reversal potential continually cross over during neurone stimulation. This results in periodic reversal of the Kالأشعة تحت الحمراء قناة. (B) Magnification of A for the last few hundred milliseconds of stimulation.

Fig 14 shows the Na + currents for the four different stimulus frequencies. As expected all Na + channels on the PsC membrane, except the NKA (Fig 14B) result in Na + influx to the PsC. أناNaEAAT has a large peak amplitude for a short duration (few milliseconds) due to the EAAT channel slowing down after removal of Glu from PsECS.

(A) Background Na + current. (B) NKA current. (C) Na + current along the process. (D) EAAT Na + current During neural activity, the NKA pumps Na + from the cell to allow for K + uptake, therefore there is a net decrease in [Na + ]PsC. When the neurone stops firing, NKA slows down and there is a net uptake of Na + via the remaining channels.

Parameter sensitivity

Having analysed the formation of microdomains and model behaviour in the previous three simulations we now explore the sensitivity of the model to model parameters. These parameters are PsC surface area, the maximum NKA pump rate, Pالأعلى, and the potential barrier to ion flow along the process, φث. In these simulations a neuronal firing rate of 40Hz was chosen.

Microdomain Sensitivity to PsC Surface Area (SA). Three different values of PsC SA were chosen for this simulation PsC SA × 0.75, PsC SA × 1 and PsC SA × 1.25. The results of these simulations are shown in Fig 15 where it can clearly be seen that the amplitude of the K + microdomain increased with PsC SA with a corresponding drop in the concentration of Na + . Also, the K + and Na + currents efflux/influx also increased with PsC SA (See Supplementary S1 Fig for the changes in K + currents).

(A) PsC K + concentration. (B) PsC Na + concentration. As the PsC surface area increases so the amplitude of the K + microdomain increases and the Na + microdomain amplitude decreases.

Microdomain Sensitivity to Pالأعلى. Four different values of Pالأعلى were chosen for this simulation Pالأعلى × 0.2, Pالأعلى × 0.5, Pالأعلى × 1 and Pالأعلى × 5. The results of these simulations are shown in Fig 16 where it can clearly be seen that [K + ]PsC and [Na + ]PsC is strongly dependent on Pالأعلى. Using the Pالأعلى x 0.2 value causes [K + ]PsC to decrease and [Na + ]PsC to increases and as Pالأعلى increases, [K + ]PsC begins to form a microdomain with [Na + ]PsC steadily decreasing. From these simulations we can conclude that when the NKA pump rate is low it is no longer the dominant co-transporter and both the EAAT co-transporter and Kالأشعة تحت الحمراء channel dictate [K + ]PsC and [Na + ]PsC ديناميات. The opposite is true when the pump rate is large.

Microdomain formation for different values of NKA maximum pump rate: (A) [K + ]PsC as a function of Pmax and (B) [Na + ]PsC as a function of Pmax.

Microdomain Sensitivity to φw. In this simulation φث was varied from 4 kبT to 15 kبT. Fig 17 shows the peak K + current along the process for the different values of φث. As φث is decreased, the peak current along the process increases exponentially. Therefore, with decreasing φث the formation of a microdomain becomes less likely as IKPF,max is increasing and eventually IKPF,max approaches an electro-diffusion limited model with no likelihood of a microdomain forming at the PsC.

From these simulations it is clear that the mechanism responsible for the formation of microdomains is the well formation along the process which effectively semi-isolate the PsC from the astrocyte soma when φث is 10 kبT or greater. It is also clear that the PsC SA can limit the maximum amplitude of the microdomain concentration. This is due to the increase/decrease of ion channel densities on the membrane of the PsC. Moreover, the NKA maximum pump rate also has an important role in the formation of microdomains whereby if the pump rate is low then K + clearance by NKA weakens effectively these to ion transporters compete to move K + and Na + ion across the membrane but in opposite directions.


A.M.-C., L.P., M.C.F. and M.A. designed research P.K. performed manual patch-clamp experiments M.C.F., L.P. and A.V.T. performed photolabeling-coupled electrophysiology experiments H.T. performed molecular docking experiments A.M.-C., L.P. and K.Z. contributed to the methodology and provided resources M.C.F., P.K., L.P., H.T. and A.M. analysed data M.C.F., L.P., H.T. and A.M. wrote the manuscript all authors have read and approved the manuscript.

The authors declare no conflicts of interest.


Why are potassium channels slower than sodium channels? - مادة الاحياء

Nervous System: Neurons

A. Neurons - conduct nerve impulses

  • dendrites – short, highly branched, receive signal and carry it toward cell body
  • axons – long, carry signal away from cell body terminal branches
  • cell body – large section, contains the nucleus and other goodies
  • myelin – lipid coating derived from membrane of Schwann cells acts as a kind of insulation
  • Nodes of Ranvier – gaps between Schwann cell
  • synaptic terminal – end of the axon, junction with another neuron or effector
  • neuron form/function related - see diagram/overhead of different neurons

B. Supporting, or glial, cells.
The function of these cells is to structurally reinforce, protect, insulate or otherwise assist the neurons. Nervous system housekeeper cells. There are lots of glial cells in fact, in the brain there are 10-50x more glial cells than neurons. Glial cells include:

  1. Astrocytes (star-shaped they have many functions including - line capillaries, part of the blood brain barrier which serves to keep toxins from the brain, phagocytosis)
  2. Microglia - phagocytic cells, remove cellular debris
  3. Oligodendrocytes (wrap and insulate nerves).
  4. Schwann cells – wrap around neuron like a "jelly roll". Have a myelin (fatty substance) sheath which is like insulation on a wire. Vertebrates outside CNS in peripheral nervous system

C. Construction.
Neurons are bundled together to form nerves. Ganglia - clumps of cell bodies

ثانيًا. Membrane Potentials

A. Charge distribution.
At rest, neurons (and most other cells, too) exhibit an electrical charge difference across the membrane. This difference, or membrane potential, can be measured with tiny electrodes connected to a voltmeter or an oscilloscope. At rest, the membrane potential is -60 millivolts (mV), which means that the inside of the cell is negative in comparison to the outside. This is ultimately due to an unequal distribution of ions, especially sodium and potassium, between the outside and inside of the cell (see Table 1).

B. Nernst Equation.
Relates the ion distribution to the membrane potential when the cell is at rest. See equation in text. Thus, if the ion distribution is know, the membrane potential can be calculated.


C. Why the unequal charge distribution?
The membrane is permeable to both potassium and sodium (recall that ions move through membranes slowly). These ions diffuse through protein channels in the membrane. There are separate "leakage channels" for both potassium and sodium and they are always "open", thereby permitting the diffusion of sodium and potassium down their concentration gradient. Thus, potassium diffuses from inside to outside and sodium diffuses from outside to inside.

The membrane is much more permeable to potassium so there is a net flux (leakage) of potassium, and hence positively-charged particles, out of the cell. This is the result of more potassium leakage channels and a steeper concentration gradient in potassium between inside and outside of the cell. Since the cell is permeable to both sodium and potassium, over time, you would expect an equilibrium state would be reached at which point the concentration of sodium and potassium would be approximately equal inside and outside of the cell, and hence no membrane potential.

So, what maintains the unequal charge distribution? The sodium-potassium pump! The pump is another integral protein complex that requires ATP and actively transports sodium out of the cell and potassium into the cell. For every three sodium that are moved out, two potassium are moved in. Thus, the sodium-potassium pump maintains the ion gradient across the membrane. It is an active (energy-requiring process) because it is moving the ions against their concentration gradient.

ثالثا. Excitability.
Some cells are excitable, that is, they can change their membrane potential. This occurs when the membrane يزيل الاستقطاب (switches polarity - the inside becomes positive relative to the outside) or فرط الاستقطاب (becomes more negative inside relative to outside). A nerve impulse is simply a reapid change (reversal) neuronal membrane permeability.

A. Special Ion Channels (Voltage-Gated Ion Channels Voltage-Activated Ion Channels)
In the membrane there are proteins that respond to changes in membrane potential/voltage. In response, these gates permit the passage of sodium or potassium in/out of the cell. Let's examine the voltage-activated gates of sodium and potassium.

  • Gate 1 (Activation Gate) - closed at rest depolarization causes it to open rapidly
  • Gate 2 (Inactivation Gate) - open at rest, depolarization causes it to close slowly.
  • At rest, sodium cannot pass through these gates because gate 1 is closed.
  • closed at rest
  • depolarization causes it to open slowly.

B. Opening the gates. Consider what happens when.

1. . the potassium gate opens:

potassium gate open potassium diffuses out inside becomes more negatively charged, outside more positive hyperpolarization (membrane potential becomes more negative).

2. . the sodium activation gate opens:

sodium gate open sodium diffuses in cell interior becomes positive, outside more negative depolarization. If the depolarization reaches ca. -50 to -55 mV it will trigger an action potential, which is an all-or-nothing response.


رابعا. إمكانات العمل
A nerve impulse is rapid (lasts 1-2 msec) transient depolarization of the membrane. It sweeps down the neuron like a wave (at a rate of about 100 m sec -1 ).

A. Phases.
An action potential can be dissected into the following phases:

    Resting phase.
    Membrane potential -60 mV potassium gate closed sodium gate 1 closed sodium gate 2 open. No "excess" movement of sodium or potassium across membrane

B. Refractory period.
Time period following an action potential during which the cell gates are returning to their original positions. The cell cannot respond to another nerve impulse during this period.

C. Nerve impulse.
Wave of action potential spreads along the neuron. It doesn’t turn back on itself because of the refractory period.

D. Rate of conduction.
In unmyelinated nerves, speed is directly related to the diameter of the axon. Rates vary from about 1 – 10 m s -1 . Saltatory conduction occurs when action potentials jump between nodes of Ranvier. These occur much faster. Voltage channels just in node area.

V. Communication between adjacent nerve cells.
A few neurons are hard-wired (أي., are directly connected to one another, as in gap junctions). تسمى هذه electrical synapses and important for really fast responses. However, most neurons are not in contact with one another, rather there is a gap (كاليفورنيا. 25 nm), called the تشابك عصبى or synaptic cleft, between the adjacent cells. So, how does the nerve impulse get across the gap in these المشابك الكيميائية؟ Chemical signals = neurotransmitters.

Action potential arrives at synaptic terminal stimulates voltage-gated calcium channels to open uptake of calcium stimulates migration of vesicles containing neurotransmitter to the membrane surface vesicles fuse with the membrane releasing their contents into the gap diffuses across gap binds to appropriate receptor opens gates for sodium and potassium أو stimulates a second messenger system that opens sodium and potassium gates causes membrane depolarization (or hyperpolarization) threshold potential action potential.

A. Various neurotransmitters have been identified.
Many known. Acetylcholine is a common one involved in muscle contractions and other responses. Norepinephrine, serotonin, and dopamine are involved in mood, mental state, ADD, schizophrenia. Gamma-amino butyric acid (GABA) is in the spinal cord and brain. The opiate types, endorphins and enkephalins are involved in pain perception.

B. Too much neurotransmitters is a bad thing.
In other words, the neurotransmitters must be removed after they do their job. Many are broken down by enzymes. For example, acetylcholinesterase breaks down acetylcholine. Others like serotonin are reabsorbed by the axon. Some drugs work by the inhibition of the reuptake of the neurotransmitter. For example, cocaine prevents the reuptake of serotonin.

C. Secondary messenger system.
As mentioned, the action of the neurotransmitter may be mediated by a secondary messenger system. In this case: neurotransmitter binds to the receptor protein activates G proteins adenyl cyclase converts ATP to cyclic AMP (cAMP) activates kinases phosphorylates proteins closes potassium channel depolarization

السادس. Excitatory & Inhibitory Impulses
Some neurons cause depolarization of membrane (i.e, motor neuron and skeletal muscle). These are called excitatory. Other neurons cause hyperpolarization (inhibitory). GABA and glycine act in this manner. Ultimately, the final response of a nerve is a sum of the excitatory and inhibitory responses received - typically at the axon hillock (at base of axon, not insulated by glial cells, many voltage gated channels)

سابعا. Chemicals and Nerves
These can exert their effect in a variety of places. For example, DDT interferes with the sodium/potassium pump the anesthetics cocaine, lidocaine and procaine block sodium ion channels. Some poisons mimic the effect of the naturally-occurring neurotransmitter (i.e., hallucinogenic drugs, muscarine)

سابعا. فيديو - "The Neuron Suite" by James Burke. Available at Alcuin Library - QP 376.B8.



تعليقات:

  1. Faetaxe

    وهذا يحدث أيضًا :)

  2. Silverio

    أعتذر ولكن في رأيي أنت تعترف بالخطأ. اكتب لي في PM ، سنتحدث.

  3. Kigashicage

    يا له من محادثات رائعة :)



اكتب رسالة