معلومة

آليات التحفيز خارج الخلية للخلايا العصبية

آليات التحفيز خارج الخلية للخلايا العصبية


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

عند تحفيز مجموعة من الخلايا العصبية بواسطة قطب كهربائي ، فلنفترض أننا وضعناها في منطقة تحتوي على محاور ، ما هي الآلية التي يتم بها تحفيز المحاور؟

قيل لي إن الأقطاب الكهربائية (عادة ما تكون فضية أو ذهبية) يجب أن تكون مطلية بالأيونات ، عادة كلوريد ، للسماح بمرور المنبه. لذلك لست متأكدًا مما إذا كان التحفيز يعتمد على تغيير تركيز الأيونات خارج الخلية عن طريق حقن الكلوريد ، وبالتالي تغيير إمكانات الغشاء مع إزالة الاستقطاب (رفع الجهد ، وربما توليد جهد فعل). لنسمي هذه الفكرة أ.

الفكرة الأخرى ، B ، التي تبدو ممكنة ، هي أن الأيونات الموجودة في السائل خارج الخلية تقوم بتوصيل التيار إلى المحاور المجاورة ، وبالتالي تغيير الجهد ولكن ليس تركيز الأيونات داخل أو خارج الخلية.


سؤال جيد. فقط لضبط بعض الأشياء في نصابها: على عكس التعليق الذي تم وضعه سابقًا ، هناك بالتأكيد تدفق تيار بين الأقطاب الكهربائية في الأنسجة العصبية ، طالما أن المقاومة ليست عالية جدًا. يحدد فرق الجهد بين الأقطاب الكهربائية والمقاومة مقدار التدفقات الحالية ، وفقًا لقانون أوم: I = U / R.

بالنسبة لفرضيتك (أ) - أؤكد إجابة WYSIWYG - لا يلزم بالفعل طلاء الأقطاب الكهربائية ، طالما أنها موصلة. على سبيل المثال ، يتم استخدام أغلفة Ag / AgCl لتثبيت القطب الكهربائي ، بشكل أساسي للأقطاب المرجعية الحساسة المستخدمة لأغراض التسجيل (انظر الرابط التجاري هنا). لأغراض التحفيز ، تعتبر أملاح الكلوريد لا قيمة لها ، حيث سيتم تحويل AgCl أو أملاح الكلوريد المماثلة إلى معدن (مثل الفضة) + Cl2، من الواضح أنه غاز سام.

بالنسبة لفرضيتك (ب) - إن المجال الكهربائي هو الذي ينشط الخلايا العصبية (Basser & Roth 2000) عن طريق تحفيز تدفق التيار. على سبيل المثال ، تخيل كاثودًا (قطبًا سالبًا) موضوعًا بالقرب من خلية عصبية. عادة في حالة الراحة ، يكون غشاء العصبون مفرط الاستقطاب (المزيد من الأيونات السالبة داخل الخلية ، يمكن اعتبار السائل خارج الخلية محايدًا). سوف يتسبب القطب السالب الآن في شحن السائل خارج الخلية سالبًا. بعد ذلك ، سيتدفق التيار الموجب من الخلية القريبة من القطب إلى القطب. وفقًا لقانون أوم ، يكون جهد الغشاء موجبًا (لاحظ قانون أوم: U = IxR ، مع كونني موجبًا و R موجبًا دائمًا ، يعني U موجبة). ومن ثم ، فإن الغشاء منزوع الاستقطاب ، لأن حالة الراحة هي حالة سالبة الشحنة (مفرط الاستقطاب). باستخدام القطب الكهربائي الأنودي ، يمكن أيضًا إزالة الاستقطاب للخلايا العصبية ولكن بسبب آلية مختلفة قليلاً. بشكل أساسي ، تصبح المناطق المحيطة بتدفق التيار السالب الآن إلى القطب الموجب خاضعة للتيار الموجب ، حيث يوازن التدفق السالب إلى القطب. يعتبر فصل اثنين من المحاربين القدامى في التحفيز الكهربائي ، عباس وميلر ، في (غرسات القوقعة) مفيدًا بشكل خاص ، كما هو الحال في (Basser & Roth 2000). لا يمكنني ربط ملف pdf بعباس وميلر ، عفواً لذلك. أراهن أن مكتبة جامعتك ستتمكن من الوصول إليها. أتمنى أن يساعدك هذا.


توزيع الخلايا العصبية كيناز 1 و 2 التي يتم تنشيطها خارج الخلية في المادة الرمادية حول القناة الجرذية بعد التنبيه الضار

تلعب المادة الرمادية حول القناة (PAG) ، وهي منطقة الدماغ المتوسط ​​المكونة من أعمدة عصبية تحيط بالقناة الدماغية ، دورًا رئيسيًا في الشعور بالألم. نظرًا لأن الكينازات المنظمة للإشارة خارج الخلية (ERKs) 1 و 2 يتم تنشيطها بعد التحفيز الضار ، قمنا بتحليل توزيع الخلايا العصبية التي تنشط ERK في PAG بعد التحفيز الضار الحشوي. تلقت الفئران المخدرة بالأثير واليوريتان حقنة داخل الصفاق من حمض الأسيتيك أو تُركت دون علاج وتم ترطيبها بعد ساعتين. المقاطع التسلسلية تتفاعل مع جسم مضاد انتقائي لـ ERKs المنشط. حدث تنشيط ERK الكبير فقط في الفئران المحفزة المؤذية المؤذية بالأثير. في هذه الفئران ، قمنا بتقييم عدد الخلايا العصبية التي يتم تنشيطها بواسطة ERK وكثافتها كنسبة من عدد الخلايا العصبية ذات العلامات المناعية إلى امتداد المنطقة التي توجد فيها. كانت الخلايا العصبية التي تنشط ERK أكثر عددًا في الأعمدة الجانبية (LPAG) والأعمدة البطنية (VLPAG) ، ولكن دون اختلافات كبيرة. لم يلاحظ أي تنشيط ERK في الخلايا العصبية في PAG الأكثر منقاريًا. كانت الخلايا العصبية المنشطة ERK أكثر كثافة بشكل ملحوظ في المستوى المتوسط ​​من PAG. على مستوى الذيلية ، كانت أكثر كثافة في أعمدة LPAG و VLPAG ، وفي عمود DPAG على المستوى المتوسط ​​والمنقاري. تشير هذه النتائج إلى أن التحفيز الضار ينشط ERKs في الخلايا العصبية المشاركة في الأنشطة الوظيفية المختلفة المتعلقة بالألم ، والتداخل في أعمدة PAG ، ويقوي دور PAG في التكامل. © 2005 Wiley-Liss، Inc.

المادة الرمادية حول القناة (PAG) هي منطقة الدماغ المتوسط ​​المكونة من الخلايا العصبية المحيطة بالقناة الدماغية. يشارك في العديد من الأنشطة الوظيفية الهامة مثل الخوف والقلق وردود الفعل الدفاعية والتنظيم اللاإرادي. ومع ذلك ، فإن دوره الرئيسي هو معالجة الألم (Bandler and Shipley ، 1994 Behbehani ، 1995 Westlund ، 2000). يشارك PAG في نقل الألم وتعديله ، ويعمل على أنظمة صعود وهبوط مسبب للألم من خلال الدوائر العصبية الجوهرية المعقدة (بهبهاني ، 1995).

تشير البيانات التشريحية والوظيفية إلى أن PAG يتكون من أعمدة من الخلايا العصبية ذات موقع مختلف عن القناة ، وتمتد لمسافات مختلفة على طول محور القناة الدماغية (Bandler and Shipley ، 1994). تدمج هذه الأعمدة المتداخلة من الخلايا العصبية الوظائف الهامة المختلفة لـ PAG. على وجه الخصوص ، يشارك العمود الظهري (DPAG) في معالجة الخوف والقلق (بهبهاني ، 1995) ، ويلعب العمودان الجانبيان (LPAG) والعمود البطني الجانبي (VLPAG) أدوارًا محددة في تنسيق الاستراتيجيات المختلفة للتعامل مع أنماط مميزة من التوتر والتهديد. ، والمنبهات الضارة (باندلر وشيبلي ، 1994).

داخل الجهاز العصبي المركزي ، يتم تحويل العديد من المحفزات خارج الخلية ، بما في ذلك التحفيز الضار ، إلى استجابات خلوية محددة ، وتنشيط أنظمة نقل الإشارات مثل شلال بروتين كيناز (MAPK) ، والذي بدوره ينسق الأنشطة الخلوية مثل نسخ الجينات ، تخليق البروتين ، آلية دورة الخلية ، موت الخلايا وتمايزها (لويس وآخرون ، 1998).

الكينازات المنظمة للإشارة خارج الخلية (ERKs) 1 و 2 ، والمعروفة أيضًا باسم p44 و p42 ، هي أعضاء في عائلة MAPK عند التنشيط ، وهي فسفرة وقد تنتقل بعد ذلك إلى النواة ، مما يؤثر على نسخ الجينات (مارشال ، 1994). في الخلايا العصبية ، يمكن تنشيط ERK1 و -2 بواسطة محفزات مختلفة مثل عوامل التغذية العصبية ، N-methyl-D-aspartate (NMDA) ، والتحفيز الكهربائي. إنهم يشاركون في تمايز الخلايا العصبية ، والإشارات ، والبقاء ، وفي عمليات الدماغ الفسيولوجية الكامنة وراء الذاكرة والتعلم (Lewis et al. ، 1998 Sweatt ، 2001).

تم الإبلاغ عن تنشيط ERK في الخلايا العصبية بعد التحفيز الضار (Gutstein et al. ، 1997 Huang et al. ، 2000 Gioia et al. ، 2001 ، 2003 Dai et al. ، 2002 Galan et al. ، 2002 Ji et al. ، 2002) . على الرغم من وصف تنشيط ERK في الخلايا العصبية PAG الفئران بعد تحفيز الألم (Gioia et al. ، 2003) ، لا تتوفر تفاصيل حول موقع هذه الخلايا العصبية النشطة فيما يتعلق بالتنظيم العمودي لـ PAG.

نظرًا لأن PAG يلعب دورًا مهمًا في الشعور بالألم ، فقد أجريت الدراسة الحالية لتحليل توزيع الخلايا العصبية التي تنشط ERK في PAG فيما يتعلق بالتنظيم العمودي. بالنظر إلى المشاركة المختلفة لأعمدة PAG في معالجة مسبب للألم ، قد تساعد النتائج في توضيح كيفية مساهمة الأعمدة ، مثل الخلايا العصبية التي تنشط من خلال ERK ، في الاستجابات للمنبهات الضارة.

على وجه الخصوص ، قد يشير تنشيط ERK في الخلايا العصبية الموزعة بشكل منتشر في PAG إلى أن تنشيط ERK متورط في الأنشطة الوظيفية المختلفة المتعلقة بالإيقاع ، والتي تحدث في أعمدة PAG. علاوة على ذلك ، يمكن أن يؤدي التوزيع المنتشر للخلايا العصبية التي تنشطها ERK إلى تعزيز الدور التكاملي المهم الذي تلعبه الخلايا العصبية PAG في آليات مستقبلات الألم.

لذلك ، قمنا بالتحقيق في توزيع الخلايا العصبية التي تنشط ERK في أعمدة PAG بعد الحقن داخل الصفاق لحمض الخليك. نظرًا لأن PAG يلعب أيضًا دورًا في الأنشطة العاطفية والاستقلالية التي قد تتأثر بالتخدير ، قمنا أيضًا بتقييم تأثير التخدير على تنشيط ERK في الخلايا العصبية PAG باستخدام التخدير بمدة عمل مختلفة ، مثل الأثير واليوريتان.


احصل على الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

جميع الأسعار أسعار صافي.
سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

جميع الأسعار أسعار صافي.


استجابة الخلايا العصبية المهادية البشرية للتحفيز عالي التردد.

التحفيز الثالامي العميق للدماغ (DBS) هو علاج فعال للرعاش ، لكن آليات العمل تظل غير واضحة. أشارت الدراسات السابقة للخلايا العصبية المهادية البشرية إلى نشاط انفجار ارتداد عابر متبوعًا بتثبيط طويل الأمد بعد توقف التحفيز خارج الخلية عالي التردد ، وسعت الدراسة الحالية إلى تحديد الآليات الكامنة وراء هذه الاستجابة. تم إجراء تسجيلات من 13 خلية عصبية مهادية تظهر ارتفاعًا منخفضًا في العتبة (LTS) تنفجر لفترات وجيزة من التحفيز خارج الخلية أثناء العمليات الجراحية لزرع خيوط DBS في 6 مواضيع مصابة بمرض باركنسون. تضمنت الاستجابة فور توقف التحفيز فترة قصيرة من نشاط الاندفاع ، تليها فترة طويلة من الصمت قبل العودة إلى انفجار LTS. تم استخدام نموذج حسابي لمجموعة من الخلايا العصبية للمرحلة المهادية القشرية والمحاور قبل المشبكية التي تنتهي على الخلايا العصبية لتحديد الآليات الخلوية للاستجابات المرصودة. تضمن النموذج إجراءات المُعدِّلات العصبية من خلال تثبيط تيار K (+) حساس لسموم غير السعال الديكي (I (KL)) ، وتفعيل تيار K (+) حساس لسموم السعال الديكي (I (KG)) ، وتحول في منحنى التنشيط لتيار الكاتيون المنشط بفرط الاستقطاب (I (h)). قام النموذج بتكرار الاستجابات المقاسة جيدًا ، وكان التثبيط المطول مرتبطًا بشدة بالتغيرات في I (KG) بينما كان لتعديل I (KL) أو I (h) تأثير ضئيل على تثبيط ما بعد التحفيز مما يشير إلى أن المُعدِّلات العصبية تم إطلاقها استجابةً لـ التحفيز عالي التردد مسؤول عن التوسط في انفجار ما بعد التحفيز والصمت طويل الأمد اللاحق للخلايا العصبية المهادية. أشارت النمذجة أيضًا إلى أن المحاور العصبية للخلايا العصبية النموذجية استجابت بقوة للتحفيز الفائق على الرغم من التأثيرات المثبطة على سوما. تشير النتائج إلى أنه خلال DBS ، يتم تنشيط محاور الخلايا العصبية المهادية القشرية بينما يتم تثبيط أجسام الخلايا وبالتالي منع انتقال الإشارات المرضية عبر الشبكة واستبدالها بإطلاق منتظم عالي التردد.


آثار مضادات الكلوريد الناقل على نشاط الصرع

النتائج العامة

ثبت أن فوروسيميد يمنع نشاط الصرع في العديد من نماذج النوبات المختبرية القياسية المختبرة. في شرائح حصين الجرذان ، تشمل هذه (1) نشاط ما بعد التفريغ في CA1 الناتج عن التحفيز الجانبي الكزازي Schaffer ، والبوتاسيوم العالي (عالي K +) (10 مم) ، والاستحمام الحاد والمطول للشرائح في وسط خالٍ من المغنيسيوم ، 4-أمينوبيريدين (4-AP) (300 ميكرومتر) ، بيكوكولين (100 ميكرومتر) ، والكالسيوم الصفري (0-Ca +) (Hochman et al. ، 1995 Gutschmidt et al. ، 1999). أظهرت الدراسات التي أجريت على الحيوانات الكاملة على الفئران أن الفوروسيميد يثبط حالة حمض الكينيك في الفئران (Hochman et al. ، 1995 Schwartzkroin et al. ، 1998) ويمنع النوبات التي تثير الصوت في الحيوانات المعرضة للنوبات السمعية (Reid et al. ، 2000). كما تبين أن فوروسيميد له تأثيرات مضادة للصرع في العديد من الدراسات التي أجريت على البشر. فوروسيميد الذي يتم تناوله عن طريق الوريد يمنع حدوث ارتفاعات مفاجئة بين النشبات وتثير التحفيز بعد تفريغ القشرة المخية الحديثة أثناء الدراسات أثناء الجراحة في المرضى الذين يعانون من نوبات مستعصية طبيا (Haglund & Hochman ، 2005). في تلك الدراسات ، أثار فوروسيميد تأثيرات عميقة مضادة للصرع على كل موضوع بغض النظر عن نوع النوبة الخاصة بهم. أظهرت تجربة سريرية صغيرة أن فوروسيميد قلل بشكل كبير من وتيرة النوبات لدى البالغين المصابين بالصرع المقاوم (Ahmad et al. ، 1976).

تمت دراسة Bumetanide ، وهو مضاد أكثر فعالية وخصوصية لـ NKCC1 من فوروسيميد ، في نماذج من المضبوطات الحيوانية. تم العثور على Bumetanide ليكون أكثر فعالية من فوروسيميد في منع الحالة التي يسببها حمض الكينيك في الفئران (Schwartzkroin et al. ، 1998) ، وفي منع النوبات الناتجة عن الصوت في الفئران المعرضة للنوبات السمعية (Reid et al. ، 2000). تم العثور على Bumetanide أيضًا ليكون أكثر فاعلية من فوروسيميد في منع نشاط الصرع الناتج عن التطبيق البؤري للبيكوكولين أو 4-AP على قشرة الرئيسيات ، وكذلك في منع التحفيز الناتج عن التفريغ اللاحق في قشرة الرئيسيات (Haglund & Hochman ، 2009). ومع ذلك ، فإن نتائج البوميتانيد في تجارب الشرائح لم تكن حاسمة مثل تلك التي أجريت في الدراسات المجراة (Margineanu & Klitgaard ، 2006) ، وهي مشكلة سنتناولها في النص اللاحق.

مجتمعة ، تدعم هذه النتائج الاستنتاجات التالية:

يمنع فوروسيميد نشاط الصرع بغض النظر عن الآليات المشبكية الأساسية التي تولد نشاط الصرع.

لأن فوروسيميد يمنع نشاط الصرع الذي تحدثه GABAأ البيكوكولين المضاد ، يتوسط تأثيراته المضادة للصرع بشكل مستقل عن GABAأ- الاعتماد على الإشارات.

يحجب فوروسيميد نشاط الصرع الذي نشأ في نموذج 0 كالسيوم حيث يكون النشاط المشبكي غائبًا. ومن ثم فإن آليات مضادات الصرع في فوروسيميد غير متشابكة.

نظرًا لأن البوميتانيد يحجب نشاط الصرع بشكل أكثر فعالية من فوروسيميد في نماذج النوبات في الجسم الحي ، وبوميتانيد هو مضاد أكثر تحديدًا وفعالية لـ NKCC1 من فوروسيميد ، فإن عداء NKCC1 هو الآلية المحتملة التي من خلالها يتوسط فوروسيميد وبوميتانيد تأثيرهما المضاد للصرع في نماذج النوبات. فيفو.

دراسات شريحة الحصين مع استبدال غلوكونات كلوريد خارج الخلية

في ظل الظروف الفسيولوجية العادية ، ينقل NKCC1 Na + و K + و Cl− من المقصورات خارج الخلية إلى المقصورات داخل الخلايا. إذا كان العداء لـ NKCC1 هو آلية حاسمة للتأثيرات المضادة للصرع لمدرات البول العروية ، فيجب أيضًا أن يكون تقليل الكلوريد خارج الخلية ، مما يقلل من كفاءة NKCC1 ، مضادًا للصرع. تم تأكيد هذه الفكرة من خلال سلسلة من الدراسات التي قارنت تأثيرات فوروسيميد باستبدال الغلوكونات (منخفض- [Cl -]ا) في شرائح الحصين ، مما يوضح أن كلا العلاجين أحدثت تأثيرات مضادة للصرع متطابقة تقريبًا على جميع نماذج نوبات الصرع المختبرة (Hochman et al. ، 1999). لاحظ أن تقليل الكلوريد خارج الخلية من شأنه أن يزيد (بدلاً من تقليل) كفاءة الناقل العصبي KCC1 ، والذي عادةً ما ينقل الكلوريد من الفراغات داخل الخلايا إلى الفراغات خارج الخلية مقابل التدرج الأيوني. هذا هو التأثير المعاكس للفوروسيميد ، الذي يعادي KCC1 (Geck & Pfeiffer ، 1985 Cala ، 1990). يمثل هذا دعمًا إضافيًا لدور حاسم في عداء NKCC1 في التأثيرات المضادة للصرع لهذه العلاجات.

نظرًا لأن كلاً من فوروسيميد وتقليل الكلوريد خارج الخلية يبدو أنهما يؤديان إلى ظهور تأثيرات مضادة للصرع مماثلة في الشرائح ، فإن كلاهما يحجب بالمثل التغييرات التي يحركها النشاط في معين المنظر الإلكتروني (انظر دراسات التصوير البصري أعلاه) ، وكلاهما من المحتمل أن يتوسط في تأثيرهما المضاد للصرع من خلال عداء NKCC1 ، دراسات أجريت على يمكن تفسير تأثيرات أي من العلاجين بمفرده على أنه التحدث إلى آليات الصرع الشائعة.

عندما غُمرت شرائح الحصين في درجة حرارة منخفضة- [Cl -]ا (7 أمتار) متوسط ​​، تسجيلات قطب كهربائي حاد داخل الخلايا من الخلايا الهرمية CA1 و CA3 أظهرت أن قدرة الخلايا العصبية على إطلاق إمكانات الفعل لم تتأثر بأي طريقة يمكن اكتشافها ، حتى بعد عدة ساعات من التعرض المنخفض- [Cl -]ا (Hochman & Schwartzkroin ، 2000). أظهرت التسجيلات داخل الخلايا أثناء انفجار 4-AP أنه بعد انخفاض- [Cl -]ا منع نشاط الاندفاع الصرعي ، ظلت الأحداث المتشابكة العفوية الكبيرة 4-AP ، غير منقوصة ولا يزال من الممكن تسجيلها في جسم الخلية. تشير هذه النتائج إلى أن انخفاض- [Cl -]ا لا يؤثر على الإرسال المتشابك أو نقل المدخلات المشبكية من التغصنات إلى سوما. في التجارب التي تم فيها حظر جميع الأنشطة المشبكية باستخدام مضادات مستقبلات جهاز الإرسال ، ظلت قياسات الاستجابات المضادة للعرق في طبقة الجسم الخلوية CA3 لتحفيز شافر الجانبي غير متأثرة ، حتى بعد عدة ساعات من العلاج باستخدام منخفض- [Cl -]ا. تشير هذه النتيجة إلى أن التأثيرات المضادة للصرع منخفضة [Cl -]ا من غير المحتمل أن تتضمن تأثيرات على التوليد المحتمل للعمل ، أو تأثيرات الانتشار المحتمل للعمل من خلال الفروع المحورية الرئيسية.

بمجرد أن يتم حظر النشاط الصرعي تمامًا في شرائح الحصين ، إما مع فوروسيميد أو منخفض- [Cl -]ا، تُظهر التسجيلات داخل الخلايا من الخلايا الهرمية CA1 أثناء تحفيز Schaffer الجانبي أن الخلايا العصبية تستمر في الاستجابة لمحرك متشابك مثير مع استجابات شديدة الإثارة (على سبيل المثال ، المنبهات الكهربائية المطبقة على ضمانات Schaffer ، والتي تستخرج عادةً إمكانات فعل فردية من الخلايا العصبية قبل فوروسيميد أو منخفض [Cl -]ا العلاج ، سوف يثير إمكانات عمل متعددة أو دفعات من إمكانات العمل من الخلايا العصبية أثناء العلاج) (Hochman et al. ، 1999 Hochman & Schwartzkroin ، 2000). تشير هذه الملاحظة إلى أن عداء NKCC1 لا يقلل من الدافع التشابكي الاستثاري أو فرط الاستثارة العصبية في الوقت الذي يمنع فيه تمامًا التفريغ العصبي المفرط التزامن.

بعد العلاج المطول لشرائح الحصين مع فوروسيميد أو منخفض- [Cl -]اتم إلغاء الاستجابات الميدانية CA1 و CA3 لتحفيز Schaffer الجانبي تمامًا في طبقات جسم الخلية (Hochman & Schwartzkroin ، 2000). في الواقع ، أدت هذه الملاحظة إلى استنتاج أن الفوروسيميد قد يسمم الأنسجة (Gutschmidt et al. ، 1999). ومع ذلك ، فإن التسجيلات داخل الخلايا من الخلايا الهرمية أثناء حصار الاستجابات الميدانية ، كما هو موضح في الفقرة السابقة ، تُظهر أن هذا ليس هو الحال. بدلاً من ذلك ، كما يتضح من خلال أزواج التسجيلات داخل الخلايا التي تم تسجيلها في وقت واحد من خليتين هرميتين CA1 متقاربين ، فإن العداء المطول لـ NKCC1 يؤدي إلى إلغاء مزامنة توقيت إمكانات عملها (Hochman & Schwartzkroin ، 2000). في البداية ، قبل العلاج بالفوروسيميد أو منخفض- [Cl -]ا، تحدث إمكانات العمل المسجلة في وقت واحد من خليتين هرميتين CA1 في نفس اللحظة تقريبًا ، سواء استجابة لتحفيز Schaffer الجانبي أو عند إطلاق النار معًا أثناء إفراز صرعي مفرط التزامن. بعد التعرض للفوروسيميد أو منخفض- [Cl -]ا، تبدأ استجابة مجال CA1 في التناقص في السعة وزيادة اتساعها ، حيث يبدأ فقدان التزامن بين أزواج من الخلايا الهرمية. تُفقد الاستجابة الميدانية تمامًا عندما تصبح أزواج إمكانات الفعل غير متزامنة بشكل كافٍ.

باختصار ، نتائج تجارب الشرائح باستخدام الفوروسيميد والمنخفضة [Cl -]ا تدعم العلاجات الاستنتاجات التالية:

كل من فوروسيميد ومنخفض- [Cl -]ا التوسط في تأثيراتها المضادة للصرع من خلال عداء NKCC1.

لا يؤثر العداء NKCC1 على توليد جهد الفعل أو يقلل من استثارة الخلايا العصبية قبل المشبكية أو ما بعد المشبكي.

لا يؤثر العداء NKCC1 على توصيل إمكانات العمل بواسطة محاور ما قبل المشبكية أو إطلاق جهاز الإرسال بواسطة أطراف ما قبل المشبكية.

لا يؤثر عداء NKCC1 على توصيل الإمكانات المشبكية من التشعبات إلى سوما من الخلايا العصبية بعد المشبكي.

يبدو أن التأثير الحرج المضاد للصرع لعداء NKCC1 هو عدم تزامن إطلاق إمكانات العمل بين أزواج من الخلايا العصبية التي تنطلق بشكل مفرط. آلية حاسمة في التأثيرات المضادة للصرع للفوروسيميد والمنخفضة- [Cl -]ا من المحتمل أن تكون تأثيراتهم المزعجة.


التعديل العصبي عبر الموجات الصوتية السطحية

في الأقسام التالية نلخص الدراسات الحديثة التي تثبت التأثيرات الحيوية الموضحة في القسم & # x201CM آليات التعديل العصبي الصوتي & # x201D والشكل 1C. تم تلخيص قائمة هذه الدراسات في الجدول 1.

SAW ثمرة نيوريت منقوشة

تعد شبكات الخلايا العصبية المهندسة أداة مفيدة لفهم الاتصالات والتواصل في الدوائر العصبية. Brugger et al. (2018) أبلغت عن نمو منقوشة للنيوريت من خلال تطبيق SSAW في ثقافة الخلية. وجدوا أنه ، بعد الالتزام الأولي ، من خلال تطبيق SSAW على الخلايا العصبية المستزرعة ، اتبعت غالبية نواتج النوريت محور مجال SSAW والمواقف العقدية # x2019 (Brugger et al. ، 2018). ينشأ هذا النمط الناتج عن النوريت على الأرجح من القوى الناتجة عن تشوه السطح بسبب SSAW (Laurell et al. ، 2007) ، بالإضافة إلى إعادة تشكيل ECM والهيكل الخلوي (انظر القسم & # x201CM الإزاحة الميكانيكية & # x201D). تشير هذه الدراسة إلى أن SSAW يوفر تقنية واعدة لتشكيل شبكات عصبية اصطناعية (انظر الشكل 1 ح).

SAW تعديل الأنشطة العصبية

تحدث غالبية الاضطرابات العصبية بسبب تغير الوظائف أو الطفرات في القنوات الأيونية للخلايا العصبية (Kumar et al. ، 2016). وبالتالي ، فإن تعديل الأنشطة في القنوات الأيونية المصابة يمكن أن يكون مفيدًا لفهم الآلية الكامنة وراء المرض وإيجاد العلاجات الممكنة.

لين وآخرون. وصف (2018 ، 2019) كيف يمكن أن تستحضر SAW نقاط الوصول عن طريق تعديل أنشطة القناة الأيونية في شرائح دماغ الفئران (انظر الشكل 1I). أجروا لقط رقعة على الخلايا العصبية من شرائح حصين الفئران وراقبوا إمكانات الغشاء والتيارات الأيونية. كشفت نتائجهم أن SAW يمكنه تنشيط نقاط الوصول وزيادة معدلات الارتفاع الناجم عن حقن التيار داخل الخلايا. ووجدوا أنه أثناء تطبيق SAW ، تتطلب الخلايا تيارًا أقل ، والذي كان سيتعين حقنها داخل الخلايا لاستحضار AP ، وتغيرت حركية APs مع انخفاض عرض نصف AP وتقليل وقت الذروة بعد فرط الاستقطاب (Lin et al. ، 2018 ، 2019). أدى تطبيق SAW أيضًا إلى تقليل إمكانات غشاء الراحة (RMP) ومقاومة إدخال الغشاء وثابت زمن جهد الغشاء (Lin et al. ، 2018 ، 2019). من خلال تطبيق حاصرات القنوات ، لين وآخرون. اكتشف (2018) أن SAW يمكنها تعديل حركية قناة الصوديوم. في دراسة متابعة ، وجدوا أيضًا أن SAW يزيد من تدفق البوتاسيوم. لذلك اقترح المؤلفون استخدام SAW لعلاج الاضطرابات العصبية المرتبطة بتيار البوتاسيوم ، مثل متلازمة QT الطويلة والصرع (Lin et al. ، 2019).

استخدمت الدراسات الموصوفة أعلاه SAW المستمر ، مما أدى إلى تأثيرات مثيرة. تطبيق SAW نبضي مع مدة نبضة 5 مللي ثانية وتردد تكرار النبض (PRF) 100 هرتز ، Lin et al. وجد (2020) أن SAW النبضي يثبط التصريفات الصرعية في كل من الفئران وشرائح الدماغ المصابة بالصرع ، وبالتالي يقدم علاجًا محتملاً للصرع. ومع ذلك ، فإن الآلية الكامنة وراء التأثيرات الاستثارية والمثبطة المختلفة من التحفيز المستمر والنبضي SAW لا تزال غير واضحة (Lin et al. ، 2020).

كما تم إثبات أن SAW تستحضر نقاط الوصول عبر قنوات حساسة للميكانيكا. يي وآخرون. (2018) أظهر أن SAW أثار APs في الثقافات العصبية الحصينية للفئران التي تم نقلها مع الإشريكية القولونية قناة حساسة للميكانيكا (MscL). أظهروا أن وجود MscL ضروري لتفعيل AP بواسطة SAW. بالإضافة إلى ذلك ، وجدوا أن بعض الأشياء ، مثل صبغة كالسين الفلورية ، يمكن أن تمرر غشاء الخلية من خلال فتحة MscL أثناء التنشيط ، مما يشير إلى التطبيق المحتمل لتسليم الدواء باستخدام SAW (Ye et al. ، 2018). بينما ، في دراسة أخرى بواسطة Lin et al. (2018) ، حيث تم استحضار APs في شرائح حصين الفئران دون تعداء MscL. هذا يشير إلى أن SAW يمكنها أيضًا تنشيط القنوات الميكانيكية الحساسة. مطلوب مزيد من البحث لفهم كامل كيف تستحضر SAW نقاط الوصول.

يؤثر SAW أيضًا على الكائنات الحية الدقيقة ، على سبيل المثال ، Caenorhabditis elegans (C. elegans) ، وهو أحد أبسط الكائنات متعددة الخلايا مع نظام عصبي مدروس جيدًا. تشو وآخرون. وجد (2017) أن حركة C. elegans & # x2019 يمكن عكسها عند الطلب من خلال تحفيز SAW. أدى إطالة مدة تحفيز SAW وكشف نسب أكبر من أجسام الدودة إلى إطالة مدة الانعكاس (Zhou et al. ، 2017). من خلال تصوير أنشطة أيونات الكالسيوم ، لاحظوا عابر الكالسيوم في خلايا C. في نفس الدراسة ، Zhou et al. (2017) أظهر أيضًا أن غالبية الخلايا العصبية الحسية للـ AFD لم يتم تنشيطها أثناء تحفيز SAW. يشير هذا إلى أن تنشيط C. elegans كان ناتجًا بشكل أساسي عن إشارات ميكانيكية بدلاً من الحرارة (Zhou et al. ، 2017). بينما زهو وآخرون. (2017) استخدم طلقة واحدة ، نبضة قصيرة (6.40 مللي ثانية) SAW ، Miansari et al. وجد (2019) أن C. elegans يمكن أن يصاب بالشلل عند تطبيق 10 ثوانٍ من التحفيز المستمر الذي يحركه SAW ، كما تقل حركتهم وذاكرتهم قصيرة المدى. تم العثور على التنقل المنخفض بشكل أساسي بسبب الإزاحة الميكانيكية بدلاً من التدفق الصوتي (Miansari et al. ، 2019).


مقدمة

يمكن أن يؤدي التحفيز الكهربائي عالي التردد (HFS) للنواة تحت المهاد (STN) ، والجزء الداخلي من الشاحبة الكروية (GPi) ، والمهاد الحركي إلى تحسين العلامات الحركية لدى مرضى باركنسون (PD) (Benabid et al. ، 1991Limousin et al. ، 1995 Davis et al. ، 1997 Krack et al. ، 1998 Kumar et al. ، 1998) ومع ذلك ، فإن آلية عملها لا تزال غير واضحة. في كل بنية ، ينتج عن الاستئصال والتحفيز تأثيرات مماثلة على الرعاش والعلامات الحركية الأخرى لمرض باركنسون. أدت هذه الملاحظات إلى فرضية أن HFS يعمل على تثبيط نشاط الخلايا العصبية في موقع التحفيز. أظهرت الدراسات السابقة التي أجريت على الفئران المخدرة انخفاضًا في النشاط العصبي في STN ، والنواة الحبيبية (EP) ، والمادة السوداء nigra pars reticulata (SNr) ، وزيادة نشاط الخلايا العصبية في GP والنواة البطنية الجانبية للمهاد بعد تحفيز STN بقوة 130 هرتز (Benazzouz et آل ، 1995). ان في المختبر كشفت الدراسة باستخدام مستحضرات الشرائح المعزولة أيضًا أن تحفيز STN عالي التردد تسبب في قمع قوي للنشاط العصبي STN ثانوي لاكتئاب التيارات الداخلية ذات البوابات ذات الجهد الكهربائي (Beurrier et al. ، 2001). أدت هذه النتائج إلى افتراض أن STN HFS يحسن علامات محرك باركينسون عن طريق قمع ناتج الإثارة STN إلى نواتها المستهدفة ، أي GPi و SNr. من ناحية أخرى ، أظهرت دراسة التحليل الدقيق داخل الدماغ في الفئران زيادة كبيرة في مستويات الغلوتامات خارج الخلية في EP والمادة السوداء (SN) بواسطة تحفيز STN 130 هرتز ، بما يتوافق مع تنشيط الخلايا العصبية والمحاور STN (Windels et al. ، 2000) . نظرًا لأنه ثبت في الفئران أن الخلايا العصبية STN يمكنها التفريغ بأقصى تردد ∼500 هرتز (Kitai and Kita ، 1987) ويمكن للخلايا العصبية SN تتبع تحفيز STN عند & gt100 هرتز في الفئران (Hammond et al. ، 1978) ، فهي كذلك من الصعب شرح التناقض بين نتائج هذه الدراسات. لتوضيح الآلية الكامنة وراء تأثيرات STN HFS على العلامات الحركية لباركنسون ، قمنا بفحص تأثير HFS في STN على الاستجابات العصبية للخلايا العصبية pallidal في 1-methyl-4-phenyl-1،2،3،6-tetrahydropyridine (MPTP) نموذج قرد لـ PD باستخدام إعداد تجريبي مماثل لتلك المستخدمة في البشر.


جوشوا وينر

100 مليار خلية عصبية وربما 500 تريليون نقطة اشتباك العصبي ، مواقع الاتصال بين الخلايا العصبية التي تتدفق من خلالها المعلومات. يعتبر التمايز بين مجموعة واسعة من أنواع الخلايا العصبية المتميزة من أسلاف الخلايا الجذعية ، وهجرتها لتشكيل طبقات وعناقيد ، خطوة تنموية رئيسية يمكن أن تتعطل في الاضطرابات البشرية مثل صغر الرأس وتضخم الدماغ. إن تطوير التشعبات والمحاور وتشكيلها لدوائر عصبية محددة هو الأساس لجميع الوظائف الناضجة ، وعدم تنظيم هذه العمليات يكمن وراء مجموعة واسعة من الاضطرابات الوراثية والمتلازمية ، بما في ذلك أشكال اضطرابات طيف التوحد ومتلازمات داون وهشاشة X والفصام. يركز مختبري على تحديد الآليات الجزيئية الأساسية التي تتحكم في تمايز الخلايا العصبية وتشكيل الدوائر العصبية أثناء نمو الدماغ. نحن نتبع نهجًا مرشحًا ، وننشئ سلسلة أليلية من الفئران المعدلة وراثيًا والضربة القاضية ونحلل أنماطها التطورية بمجموعة واسعة من التقنيات الجينية والكيميائية الحيوية والصيدلانية والبيولوجية الجزيئية وبيولوجيا الخلية. نحن نركز على الجينات والعمليات التي تورطت في اضطرابات النمو العصبي البشري. مشاريع متعددة متاحة لطلاب الدراسات العليا الطموحين ، وما بعد الدكتوراة ، وطلاب البكالوريوس بمرتبة الشرف. تم تمويل عملنا باستمرار منذ تأسيس المختبر في عام 2004 ، بما في ذلك المنح المقدمة من المعاهد الوطنية للصحة ، و March of Dimes ، و Carver Trust ، و Nellie Ball Trust ، و Mallinckrodt Foundation ، و E. Matilda Ziegler Foundation for the Blind ، والجمعية الوطنية لمرض التصلب العصبي المتعدد.

البروتوكاديرين
ثلاث مجموعات كبيرة من الجينات المرتبطة بالكادرين (Protocadherin-α و-و-) تكمن في مصفوفة ترادفية على كروموسوم واحد في الثدييات. تتكون المجموعة γ ، التي نركز عليها ، من 22 إكسون "متغير" ، كل منها يشفر المجالات خارج الخلية ، والغشاء ، والهيولي الجزئي لشكل إسوي واحد (Pcdh). يتم تقسيم كل متغير exon إلى مجموعة من ثلاثة exons "ثابتة" والتي تقوم بتشفير مجال C-terminal مشترك. وبالتالي ، يمكن ربط مجموعة متنوعة من الخصائص اللاصقة بمسار إشارات مشترك (الشكل 1). لأن كل خلية عصبية تعبر عن

6 من الأشكال الإسوية بطريقة شبه عشوائية ، قد توفر γ-Pcdhs "رمزًا جزيئيًا" يساعد على تحديد تفاعلات الخلية الخلوية. لقد أظهرنا أن γ-Pcdhs تعمل كجزيئات التصاق محبة للمثليين وقد حددناها على أنها وسطاء حاسمون في تشجير التشعب السليم والتشابك العصبي في القشرة الدماغية. مثلي الجنس عبرالتفاعلات بين الأشكال الإسوية γ-Pcdh المحددة على الخلايا العصبية والخلايا النجمية تنظم مدى نمو التغصنات في الجسم الحي (الشكل 2). بالإضافة إلى، رابطة الدول المستقلة-التفاعلات بين γ-Pcdhs والبروتين المرتبط بالتوحد نيوروليجين -1 ينظم تكوين العمود الفقري الشجيري والمشابك المثيرة في القشرة (الشكل 3). الأهم من ذلك ، أن التنظيم اللاجيني لمرجع γ-Pcdh يتعطل في اضطرابات النمو العصبي مثل متلازمة داون ، مما يشير إلى أن الآليات التي اكتشفناها لها آثار على كل من النمو البشري الطبيعي والمضطرب. في عمل جديد ، استخدمنا تحرير الجينوم CRISPR / Cas9 لإنشاء سلسلة جديدة من الفئران يتم فيها تقليل تنوع γ-Pcdh. سنستخدم هذه الفئران لاختبار الفرضيات حول دور الخصوصية الجزيئية في تفاعلات الخلية الخلوية في الجسم الحي ، ولتحديد أوجه القصور السلوكية المتعلقة بالأمراض البشرية والتي تنتج عن تعبير γ-Pcdh المتغير.

أكرينز
تتمثل الخطوة الرئيسية في تطور الدماغ في الانتقال من تكاثر الأسلاف العصبية إلى الخلايا العصبية التالية للتضخم. These neurons then migrate to their final cellular position to differentiate and elaborate dendrites and axons to form circuits. The molecular mechanisms regulating neuronal differentiation are only partially understood recent work indicates that chromatin remodeling machinery, which regulates the expression of thousands of genes by altering DNA structure, plays an important role. Akirin2 is a nuclear protein that is known to interact with subunits of the BAF chromatin remodeling complex, but whose function in mammalian cells has been obscure. We found that the Akirin2 gene is expressed in cortical progenitors and in postmitotic cortical neurons, and generated cortex-restricted knockout mice using the Cre/LoxP system to analyze the function of Akirin2. بشكل ملحوظ ، متى Akirin2 is absent from cortical progenitors, they completely fail to generate the cerebral cortex, and exhibit an extreme form of microcephaly. Most knockout mice die at birth with little-to-no cortical tissue present a few survive postnatally, despite lacking a cortex (Figure 4). Analyzing control and knockout transcriptomes using RNA sequencing suggests that Akirin2 is critical for activating genes maintaining progenitor fate, and for repressing the genes associated with neuronal differentiation. Using distinct Cre transgenic lines to limit Akirin2 mutation to astrocytes, we have also found severe defects in the cerebellum indicative of defective neuronal migration and differentiation. These data identify Akirin2 as a novel master regulator of gene expression patterns required for proper neuronal and glial cell fates.

Figure Legends (see figures below)
شكل 1: The mouse clustered Protocadherin (Pcdh) gene loci. An example transcription and splicing pattern for the Pcdhg cluster is shown, as well as a schematic of γ-protocadherin protein structure (from Peek*, Mah*, and Weiner, Cell and Molecular Life Sciences, 2017 [Review article]).

الشكل 2: Homophilic γ-Pcdh interactions drive dendrite complexity. We manipulated the expression of γ-Pcdh isoforms in the mouse cerebral cortex to demonstrate that the complexity of a neuron’s dendritic arbor is promoted by local homophilic interactions with other neurons and with astrocytes (from Molumby*, Keeler*, and Weiner, تقارير الخلية, 2016).

الشكل 3: ال γ-Pcdhs regulate dendritic spine and synapse development through inhibition of neuroligin-1. The γ-protocadherins negatively regulate cortical dendritic spine morphogenesis in vivo. They can interact physically with neuroligin-1 and inhibit its ability to bind neurexin1β, to promote presynaptic differentiation, and to increase dendritic spine density in hippocampal neurons in vitro (from Molumby et al., تقارير الخلية, 2017).

الشكل 4: Akirin2 is required for the cortex to form. A) Schematic and td-Tomato Cre reporter showing Emx1-Cre activity, limited to the cerebral cortex. ب) فى الموقع hybridization confirming expression of Akirin2 in cortical progenitors, and the loss of Akirin2 transcripts in the Emx-KO (cortically-restricted knockout) mice. C,D) Cortex (arrow,asterisk) is already reduced in size at embryonic day 12, and is essentially absent at P0, when most of the Akirin2 Emx-KO mice die. In rare surviving postnatal knockout mice, essentially no cerebral cortex is visible (from Bosch et al., Neural Development, 2016).


Mechanisms of extracellular stimulation of neurons - Biology

اقتران الإثارة والتقلص هو الرابط (التحويل) بين جهد الفعل المتولد في غمد الليف العضلي وبداية تقلص العضلات. إن محفز إطلاق الكالسيوم من الشبكة الساركوبلازمية إلى الساركوبلازم هو إشارة عصبية. يتم التحكم في كل ليف عضلي هيكلي بواسطة عصبون حركي ، والذي ينقل إشارات من الدماغ أو الحبل الشوكي إلى العضلات. The area of the sarcolemma on the muscle fiber that interacts with the neuron is called the motor end plate . يُطلق على نهاية محور العصبون اسم الطرف المشبكي ، ولا يتصل فعليًا بلوحة نهاية المحرك. تفصل مساحة صغيرة تسمى الشق المشبكي الطرف المشبكي عن لوحة نهاية المحرك. تنتقل الإشارات الكهربائية على طول محور العصبون ، الذي يتفرع عبر العضلات ويتصل بألياف عضلية فردية عند تقاطع عصبي عضلي.

تتطلب قدرة الخلايا على الاتصال كهربائيًا أن تنفق الخلايا الطاقة لإنشاء تدرج كهربائي عبر أغشية الخلايا. يتم نقل تدرج الشحنة هذا بواسطة الأيونات ، والتي يتم توزيعها بشكل تفاضلي عبر الغشاء. كل أيون له تأثير كهربائي وتأثير تركيز. تمامًا كما يختلط الحليب في النهاية مع القهوة دون الحاجة إلى التحريك ، توزع الأيونات نفسها أيضًا بالتساوي ، إذا سمح لها بذلك. في هذه الحالة ، لا يُسمح لهم بالعودة إلى حالة مختلطة بشكل متساوٍ.

The sodium–potassium ATPase uses cellular energy to move K + ions inside the cell and Na + ions outside. هذا وحده يتراكم شحنة كهربائية صغيرة ، لكنه يتراكم بتدرج تركيز كبير. There is lots of K + in the cell and lots of Na + outside the cell. Potassium is able to leave the cell through K + channels that are open 90% of the time, and it does. However, Na + channels are rarely open, so Na + remains outside the cell. When K + leaves the cell, obeying its concentration gradient, that effectively leaves a negative charge behind. So at rest, there is a large concentration gradient for Na + to enter the cell, and there is an accumulation of negative charges left behind in the cell. هذا هو غشاء الراحة المحتملة. تعني الإمكانات في هذا السياق فصل الشحنة الكهربائية القادرة على القيام بالعمل. يقاس بالفولت ، تمامًا مثل البطارية. However, the transmembrane potential is considerably smaller (0.07 V) therefore, the small value is expressed as millivolts (mV) or 70 mV. نظرًا لأن الجزء الداخلي للخلية سلبي مقارنة بالخارج ، فإن علامة الطرح تشير إلى زيادة الشحنات السالبة داخل الخلية ، −70 mV.

If an event changes the permeability of the membrane to Na + ions, they will enter the cell. سيؤدي ذلك إلى تغيير الجهد. هذا حدث كهربائي ، يسمى جهد الفعل ، والذي يمكن استخدامه كإشارة خلوية. يحدث الاتصال بين الأعصاب والعضلات من خلال الناقلات العصبية. تتسبب إمكانات عمل الخلايا العصبية في إطلاق النواقل العصبية من الطرف المشبكي إلى الشق المشبكي ، حيث يمكن أن تنتشر عبر الشق المشبكي وترتبط بجزيء مستقبل على لوحة نهاية المحرك. تمتلك الصفيحة الطرفية للمحرك ثنيات مفصلية - طيات في غمد الليف العضلي التي تخلق مساحة كبيرة للناقل العصبي ليرتبط بالمستقبلات. The receptors are actually sodium channels that open to allow the passage of Na + into the cell when they receive a neurotransmitter signal.

الأسيتيل كولين (ACh) هو ناقل عصبي تطلقه الخلايا العصبية الحركية التي ترتبط بمستقبلات في لوحة نهاية المحرك. يحدث إطلاق الناقل العصبي عندما ينتقل جهد الفعل إلى أسفل محور العصبون الحركي ، مما يؤدي إلى تغيير نفاذية الغشاء الطرفي المشبكي وتدفق الكالسيوم. The Ca 2+ ions allow synaptic vesicles to move to and bind with the presynaptic membrane (on the neuron), and release neurotransmitter from the vesicles into the synaptic cleft. بمجرد إطلاقه بواسطة الطرف المشبكي ، ينتشر ACh عبر الشق المشبكي إلى لوحة نهاية المحرك ، حيث يرتبط بمستقبلات ACh. As a neurotransmitter binds, these ion channels open, and Na + ions cross the membrane into the muscle cell. هذا يقلل من فرق الجهد بين داخل وخارج الخلية ، وهو ما يسمى إزالة الاستقطاب. عندما يرتبط ACh باللوحة الطرفية للمحرك ، يُطلق على هذا الاستقطاب اسم إمكانات اللوحة الطرفية. ينتشر نزع الاستقطاب بعد ذلك على طول غمد الليف العضلي ، مما يخلق جهد فعل حيث تشعر قنوات الصوديوم المجاورة لموقع نزع الاستقطاب الأولي بالتغير في الجهد والانفتاح. يتحرك جهد الفعل عبر الخلية بأكملها ، مما يؤدي إلى موجة من الاستقطاب.

يتم تكسير ACh بواسطة إنزيم acetylcholinesterase (AChE) إلى أسيتيل وكولين. AChE resides in the synaptic cleft, breaking down ACh so that it does not remain bound to ACh receptors, which would cause unwanted extended muscle contraction (Figure 1).

Figure 1. This diagram shows excitation-contraction coupling in a skeletal muscle contraction. The sarcoplasmic reticulum is a specialized endoplasmic reticulum found in muscle cells.

بعد إزالة الاستقطاب ، يعود الغشاء إلى حالة الراحة. وهذا ما يسمى إعادة الاستقطاب ، حيث يتم إغلاق قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي. تستمر قنوات البوتاسيوم بتوصيل 90٪. نظرًا لأن غشاء البلازما الصوديوم والبوتاسيوم ATPase دائمًا ما ينقل الأيونات ، يتم استعادة حالة الراحة (مشحونة سالبة من الداخل بالنسبة إلى الخارج). الفترة التي تلي انتقال النبضة مباشرة في العصب أو العضلة ، والتي تستعيد فيها الخلية العصبية أو الخلية العضلية قدرتها على نقل نبضة أخرى ، تسمى فترة الانكسار. خلال فترة المقاومة ، لا يمكن للغشاء أن يولد جهد فعل آخر. تسمح فترة الانكسار للقنوات الأيونية الحساسة للجهد بالعودة إلى تكوينات الراحة الخاصة بها. The sodium potassium ATPase continually moves Na + back out of the cell and K + back into the cell, and the K + leaks out leaving negative charge behind. وبسرعة كبيرة ، يستقطب الغشاء مرة أخرى ، بحيث يمكن إزالته مرة أخرى.

سؤال الممارسة

غاز الأعصاب القاتل السارين يثبط بشكل لا رجعة فيه أستيراز الكولين. ما هو تأثير السارين على تقلص العضلات؟


Opioids - mechanisms of action

ملخص
Opioid drugs, typified by morphine, produce their pharmacological actions, including analgesia, by acting on receptors located on neuronal cell membranes. The presynaptic action of opioids to inhibit neurotransmitter release is considered to be their major effect in the nervous system. Recent advances in the molecular biology of opioid receptors has confirmed that there are 3 types of opioid receptor, m, d and k. All are coupled to intracellular mechanisms via G-proteins. The discovery of the molecular structure of opioid receptors provides more precise approaches for the study of opioid pharmacology. These should lead to the development of new drugs for therapeutic use.

مقدمة
The opioid drugs, typified by morphine, have the potential to produce profound analgesia, mood changes, physical dependence, tolerance and a hedonic ('rewarding') effect which may lead to compulsive drug use. Opioid drugs act in both the central and peripheral nervous systems. Within the central nervous system, opioids have effects in many areas, including the spinal cord. In the peripheral nervous system, actions of opioids in both the myenteric plexus and submucous plexus in the wall of the gut are responsible for the powerful constipating effect of opioids. In peripheral tissues such as joints, opioids act to reduce inflammation.

Major advances have been made in understanding the mechanism of action of the opioids. The most important recent advances have been the cloning and characterisation of the receptors acted upon by opioids (opioid receptors), increased knowledge of the cellular action of opioids and identification of the sites of action of opioids in the brain.

Opioid receptors
Opioids produce effects on neurons by acting on receptors located on neuronal cell membranes. Three major types of opioid receptor, m, d and k (mu, delta and kappa), were defined pharmacologically several years ago. Recently, the 3 opioid receptors have been cloned, and their molecular structures described. These receptors belong to the large family of receptors which possess 7 transmembrane-spanning domains of amino acids (Fig. 1).

Pharmacological studies have shown that the naturally -occurring opioid peptide, b endorphin, interacts preferentially with m receptors, the enkephalins with d receptors and dynorphin with k receptors (Table 1). Morphine has considerably higher affinity for m receptors than for other opioid receptors. The opioid antagonist, naloxone, inhibits all opioid receptors, but has highest affinity for m receptors. All 3 receptors produce analgesia when an opioid binds to them. However, activation of k receptors does not produce as much physical dependence as activation of m receptors.

Diagram of human m opioid receptor. Chains of amino acids are shown as black lines. The 7 transmembrane -spanning domains (each containing 20 or more amino acids) are shown as cylinders.

The opioid receptors and many other membrane receptors are coupled to guanine nucleotide binding proteins known as G-proteins. G-proteins consist of 3 subunits (a, b and g). When the receptor is occupied, the a subunit is uncoupled and forms a complex which interacts with cellular systems to produce an effect (Fig. 2).

The function of G-proteins. Under resting conditions, guanosine diphosphate (GDP) is associated with the a subunit. When the opioid binds to the receptor, GDP dissociates from the a subunit and guanosine triphosphate (GTP) takes its place. This produces a conformational change that causes the opioid to dissociate from the receptor. The a subunit bound to GTP also dissociates from the b and g subunits and interacts with the system within the cell that produces the effect (the effector). The intrinsic enzymatic activity of the a subunit causes GTP to be converted back to GDP and the a subunit now reassociates with the b and g subunits to return the complex to its normal state.

Several types of G-proteins have been found. The types to which the opioid receptors are coupled produce inhibitory effects in neurons.

Sites of action of opioids on neurons
Opioids have actions at two sites, the presynaptic nerve terminal and the postsynaptic neuron. The postsynaptic actions of opioids are usually inhibitory. The presynaptic action of opioids is to inhibit neurotransmitter release, and this is considered to be their major effect in the nervous system. However, the final effect of an opioid in the brain is the result, not only of its action at multiple presynaptic sites on both inhibitory and excitatory neurons, but also of its postsynaptic effects. For example, presynaptic inhibition of neurotransmitter release may result in excitatory effects in a target neuron if the neurotransmitter normally produces an inhibitory effect. However, if the opioid also has a postsynaptic inhibitory effect on the target neuron, the excitatory effects may not occur. Thus, the location and density of opioid receptors on a neuron determines the overall effect of opioids on the neuron.

The nervous system comprises neurons of many different types which differ in size, shape, function and the chemical nature of the neurotransmitters released from their terminals to carry information to other neurons. Morphine, by an action on m receptors, inhibits release of several different neurotransmitters including noradrenaline, acetylcholine and the neuropeptide, substance P.

Opioids and pain pathways
Pain is normally associated with increased activity in primary sensory neurons induced by strong mechanical or thermal stimuli, or by chemicals released by tissue damage or inflammation. Primary sensory neurons involved in pain sensation release predominantly substance P and glutamate in the dorsal horn of the spinal cord. Nociceptive information is transmitted to the brain via the spinothalamic tracts. This ascending information can activate descending pathways, from the midbrain periaqueductal grey area, which exert an inhibitory control over the dorsal horn.

Opioid receptors are present in many regions of the nervous system that are involved in pain transmission and control, including primary afferent neurons, spinal cord, midbrain and thalamus. The physiological role of naturally occurring opioid peptides in regulating pain transmission is not clear. However, under pathological conditions, the endogenous opioid system is activated.

The opioid drugs produce analgesia by actions at several levels of the nervous system, in particular, inhibition of neurotransmitter release from the primary afferent terminals in the spinal cord and activation of descending inhibitory controls in the midbrain.

A major advance in understanding pain mechanisms has been the recognition that ongoing activity in nociceptive pathways may lead to profound alterations in the levels of neurotransmitters in primary afferent neurons and to changes in sensitivity to opioid analgesia. Thus, neuropathic pain is associated with reduced opioid sensitivity, whereas inflammatory pain may be associated with increased sensitivity to opioids. Furthermore, the changes that occur in pain sensitivity in chronic pain states have been attributed to activation of the glutamate NMDA receptor.

Opioid inhibition of neurotransmitter releasese
Neurotransmitter release from neurons is normally preceded by depolarisation of the nerve terminal and Ca++ entry through voltage-sensitive Ca++ channels. Drugs may inhibit neurotransmitter release by a direct effect on Ca++ channels to reduce Ca ++ entry, or indirectly by increasing the outward K + current, thus shortening repolarisation time and the duration of the action potential. Opioids produce both of these effects because opioid receptors are apparently coupled via G-proteins directly to K+ channels and voltage-sensitive Ca++ channels. Opioids also interact with other intracellular effector mechanisms, the most important being the adenylate cyclase system (Fig. 3).

Opioids have been proposed to inhibit neurotransmitter release by inhibiting calcium entry, by enhancing outward movement of potassium ions, or by inhibiting adenylate cyclase (AC), the enzyme which converts adenosine triphosphate (ATP) to cyclic adenosine monophosphate (cAMP).

Decreased Ca++ entry
Voltage-sensitive channels are activated only when there is depolarisation of the neuron. Three types of voltage-sensitive Ca++ channels are known, the L-type (large conductance) sensitive to calcium channel blockers, the T-type (small conductance) and the N-type (intermediate conductance). Opioids inhibit N-type Ca++ channels and thus inhibit neurotransmitter release. This effect alone does not account fully for the effect of opioids on neurotransmitter release.

Increased outward movement of K+
Many types of K+ channels are now known, some of which are voltage-sensitive and others which are sensitive to intracellular substances. Opioids open voltage-sensitive K+ channels and thus increase outward movement of K+ from neurons. This effect occurs in several brain regions as well as in the spinal cord and myenteric plexus. Increased outward movement of K+ is the most likely mechanism for the postsynaptic hyperpolarisation and inhibition of neurons induced by opioids throughout the nervous system. However, it remains to be definitively established that this mechanism is also involved in the presynaptic action of opioids to inhibit neurotransmitter release.

Inhibition of adenylate cyclase
Adenylate cyclase is an enzyme that breaks down adenosine triphosphate (ATP) to form cyclic adenosine monophosphate (cAMP). All 3 types of opioid receptors couple to adenylate cyclase. Inhibition of adenylate cyclase may result in inhibition of neurotransmitter release.

Tolerance and dependence
Tolerance and dependence are induced by chronic exposure to morphine and other opioids more than any other group of drugs. Tolerance means that higher doses of opioids are required to produce an effect. When the degree of tolerance is very marked, the maximum response attainable with the opioid is also reduced. Tolerance is mainly due to receptor desensitisation induced by functional uncoupling of opioid receptors from G-proteins, thus uncoupling the receptors from their effector systems. However, the mechanism of this desensitisation is still not fully understood.

Although dependence usually accompanies tolerance, they are distinct phenomena. Dependence is masked until the opioid drug is removed from its receptors, either by stopping the drug or by giving an opioid receptor antagonist such as naloxone. A withdrawal or abstinence response then occurs. The withdrawal response is very complex and involves many brain regions. Dependence occurs much more rapidly than tolerance, and naloxone-precipitated withdrawal can be seen after a single dose of morphine in humans. Adenylate cyclase has long been implicated in opioid withdrawal and increased adenylate cyclase activity following chronic morphine treatment has been observed in the locus ceruleus, a central noradrenergic cell group which is considered to play a major role in opioid withdrawal. However, the mechanisms involved in other brain regions remain to be elucidated.

استنتاج
Inhibition of neurotransmitter release is considered to be the major mechanism of action responsible for the clinical effects of opioids. Nevertheless, despite extensive investigation, understanding of the cellular actions of morphine and other opioids is incomplete. This is surprising for a group of drugs with such powerful effects, and is a reflection of the complexity of the mechanisms involved in neurotransmitter release. Confirmation of current hypotheses regarding mechanisms of opioid inhibition of neurotransmitter release must await the application of more refined techniques. Recent advances in the molecular biology of opioid receptors promise significant advances in opioid pharmacology and should aid discovery of opioids with more selective actions.

قراءة متعمقة
Akil H, Simon EJ, editors. Opioids I and II. Handbook of experimental pharmacology. Berlin: Springer-Verlag, 1993 vol. 104.

Reisine T, Bell GI. Molecular biology of opioid receptors. Trends Neurosci 199316:506-10.

Dickenson AH. Where and how do opioids act? Proceedings of the 7th World Congress on Pain. In: Gebhart GF, Hammond DL, Jensen TS, editors. Progress in pain research and management, Vol. 2. Seattle: IASP Press, 1994:525-52.


شاهد الفيديو: ماذا يحدث إذا لم تمارس الرياضة مطلقا (قد 2022).