معلومة

إصابة الخميرة بالفيروسات

إصابة الخميرة بالفيروسات


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

هل هناك أي فيروس ، طبيعي أو مُعدّل هندسيًا ، يُعرف بأنه يصيب الخميرة من خلال آليات مشابهة للعاثيات / الفيروسات البشرية ، أي عن طريق التلوث الأفقي الذي تتوسطه جزيئات فيروسية خارج الخلية؟

لقد وجدت أمثلة على فيروسات حقيقية النواة تكرار في الخميرة (تشاو ، خلية ميكروب، 2017 - رابط) ولكن يبدو أن فيروسات الخميرة الطبيعية تنتقل فقط من خلال التزاوج أو الانتقال العمودي ، دون خطوات خارج الخلية (Luque، الفيروسات، 2018 - رابط).

هل أبلغ أي شخص ، على سبيل المثال ، عن آليات غير محددة مثل VSV-G بوساطة الاندماج ، لدمج الفيروسات مع الخمائر؟


هل يمكن لفيروس واحد أن يصيب أو يقتل فيروساً آخر؟

المشهد برادفورد ، بريطانيا. عام 1992. في مياه برج التبريد ، وجد العلماء الذين يحققون في تفشي الالتهاب الرئوي ما يبدو أنه بكتيريا طفيلية تعيش داخل الأميبا ، الشوكميبا polyphaga. أجرى العلماء بعض الاختبارات ، ونظروا إليها تحت المجهر ، وقرروا أنها بكتيريا غير عادية ، وأنزلوها إلى ركن مزدحم من الاهتمامات البحثية العلمية.

بعد عشر سنوات ، عندما راجع علماء من فرنسا هذه النتائج ، تبين أن البكتيريا ليست بكتيريا على الإطلاق ، بل هي فيروس! جدا كبير الفيروس ، على وجه الدقة.

في ورقتهم بعنوان فيروس عملاق في الأميبا ، يصفون فيروس 400 نانومتر (صغير بالنسبة لأعيننا ، لكنه ضخم بالنسبة لعالم الفيروسات الضئيل) مع قفيصة بروتين تتدفق منها الألياف مثل الأقفال الزائدة. مادتها الوراثية ، الحمض النووي الخطي مزدوج الشريطة ، أكبر من تلك الموجودة في العديد من البكتيريا و [مدش] بقيمة 1،185 كيلو قاعدة من التعليمات البرمجية! كان هذا أكبر فيروس اكتشفه أي شخص على الإطلاق.

نموذج ثلاثي الأبعاد لكيفية ظهور سبوتنيك ، العاثية الفيروسية. (مصدر الصورة: AJ Cann / ويكيميديا ​​كومنز)

بسبب التنكر البكتيري ، قرر العلماء استدعاء الفيروس a & lsquomimivirus & rsquo أو a & lsquomimicking microbe & rsquo. هذا بالذات هو الشوكميبا polyphaga mimivirus ، أو APMV للاختصار.

بعد 5 سنوات ، في عام 2008 ، كشفت عينة أخرى من المياه من برج تبريد في باريس بفرنسا عن تساوي أكبر فيروس من نفس عائلة الفيروسات ولكن هذه المرة لم يكن & rsquot وحده. كان هناك أيضًا رفيق فيروسي أصغر ، لكنه كان موجودًا فقط في تلك الأميبا المصابة بفيروس ماما (أحد أقرباء فيروس ميميفيروس). كشفت نظرة فاحصة أن الفيروس الأصغر لم يكن يصيب الأميبا وكان هدفه هو فيروس الماما الأكبر.

سبوتنيك ، كما قرروا تسميته ، هو فيروس صغير بحجم 50 نانومتر يحتوي على 18.343 كيلو بايت فقط من الحمض النووي المزدوج الشريطة. لضمان بقائها ، يعتمد على المصنع الفيروسي mimivirus و rsquo الذي تم إنشاؤه مسبقًا.


النظام القاتل الفيروسي في الخميرة: من البيولوجيا الجزيئية إلى التطبيق

منذ الاكتشاف الأولي لنظام قاتل الخميرة منذ ما يقرب من 40 عامًا ، عززت الدراسات المكثفة معرفتنا إلى حد كبير في العديد من مجالات علم الأحياء وقدمت رؤى أعمق في الجوانب الأساسية لبيولوجيا الخلايا حقيقية النواة وكذلك في تفاعلات الخلايا المضيفة للفيروس وعلم فيروسات الخميرة العامة . لقد عزز تحليل بنية السموم القاتلة والتوليف والإفراز فهم الآليات الخلوية الأساسية مثل معالجة البروتين المسبق بعد الترجمة في المسار الإفرازي. علاوة على ذلك ، أثبت التحقيق في طريقة عمل التوكسين بوساطة المستقبل أنه وسيلة فعالة لتشريح التركيب الجزيئي والتجمع في الجسم الحي للخميرة وجدران الخلايا الفطرية ، مما يوفر رؤى مهمة ذات صلة بمكافحة العدوى عن طريق الخمائر المسببة للأمراض البشرية. إلى جانب أهميتها العامة في فهم بيولوجيا الخلايا حقيقية النواة ، أصبحت الخمائر القاتلة والسموم القاتلة والفيروسات القاتلة مثيرة للاهتمام بشكل متزايد فيما يتعلق بالتطبيقات الممكنة في الطب الحيوي وتكنولوجيا الجينات. ستحاول هذه المراجعة معالجة كل هذه الجوانب.


الخميرة كمضيف نموذج لاستكشاف تفاعلات الفيروس مع المضيف

الخميرة خميرة الخميرة لا تقدر بثمن لفهم العمليات الخلوية الأساسية والحالات المرضية ذات الصلة لحقيقيات النوى الأعلى. فيروسات النبات هي طفيليات داخل الخلايا تستفيد من موارد الخلية المضيفة ، ويمكن لخلية حقيقية النواة بسيطة ، مثل الخميرة ، أن توفر كل أو معظم الوظائف لتكاثر فيروس النبات بنجاح. وهكذا ، تم استخدام الخميرة كنموذج لكشف تفاعل فيروسات النبات مع مضيفيهم. في الواقع ، الدراسات على مستوى الجينوم والبروتينات باستخدام الخميرة كمضيف نموذجي مع فيروسات البرومو وفيروسات التومبوس قد سهلت تحديد العوامل المرتبطة بالنسخ المتماثل التي تؤثر على تفاعلات الفيروس المضيف ، وعلم أمراض الفيروس ، وتطور الفيروس ، ونطاق المضيف. العديد من الجينات المضيفة التي تؤثر على تكاثر الفيروسين ، والتي تنتمي إلى عائلتين مختلفتين من الفيروسات ، متميزة ، مما يشير إلى أن فيروسات النبات طورت طرقًا مختلفة للاستفادة من موارد الخلايا المضيفة. بالإضافة إلى ذلك ، فقد ثبت أن عددًا كبيرًا بشكل مدهش من جينات الخميرة يؤثر على إعادة تركيب RNA-RNA في فيروسات tombusvirus وهذا يفتح فرصة لدراسة دور المضيف في تطور الفيروس. من المحتمل أن تؤدي المعرفة المكتسبة حول تفاعلات الفيروس المضيف إلى تطوير طرق وتطبيقات جديدة مضادة للفيروسات في التكنولوجيا الحيوية وتكنولوجيا النانو ، بالإضافة إلى رؤى جديدة للوظائف الخلوية للجينات الفردية والبيولوجيا الأساسية للخلية المضيفة.


لماذا تكون النساء أكثر عرضة للإصابة بالعدوى عند الإباضة

من المرجح أن تصاب النساء بالمرض في منتصف الدورة الشهرية - أثناء الإباضة - وهناك دراسة جديدة من إسبانيا تعطي فكرة عن السبب.

تشير النتائج إلى أن المستويات المرتفعة من هرمون الاستروجين الموجود أثناء الإباضة تقلل من نشاط جزيء رئيسي في جهاز المناعة.

أثناء الإباضة ، يكون جسم المرأة مهيئًا للحمل: يتم إطلاق البويضة من المبيض ، والرحم مليء بالمغذيات وتكون مستويات هرمون الاستروجين في أعلى مستوياتها. أظهرت الأبحاث السابقة أنه خلال هذا الوقت ، من المرجح أن تصاب المرأة بمسببات الأمراض ، بما في ذلك الهربس وفيروس نقص المناعة البشرية وفيروس الورم الحليمي البشري (HPV).

قال المؤلف الأول للورقة البحثية الجديدة ميغيل ريلوسو ، من جامعة كومبولتينس في مدريد: "هذا النشاط المنخفض للجهاز المناعي هو ما يسمح للحيوانات المنوية بالبقاء على قيد الحياة في الجهاز التناسلي الأنثوي" ، مما يسمح للمرأة بالحمل. "لكنه يسمح أيضًا لمسببات الأمراض بالعدوى في نفس الوقت."

تم نشر النتائج الجديدة ، التي تكشف عن التفاصيل الجزيئية لهذا الارتباط ، في عدد يناير من مجلة Journal of Leukocyte Biology.

خفض الخلايا المناعية

تشير الأدلة القصصية إلى أن النساء أكثر عرضة للإصابة بالعدوى أثناء الإباضة ، وقد أوضحت الأبحاث السابقة جزءًا من اللغز. اكتشف العلماء أن هرمون الاستروجين يقلل من نشاط جزيئات الجهاز المناعي التي تدافع عن مسببات الأمراض مثل الفيروسات والبكتيريا التي تجعلنا مرضى بغزو خلايانا.

ومع ذلك ، تبقى مسببات الأمراض الأخرى ، مثل الفطريات ، خارج الخلايا أثناء العدوى ، كما أن النساء في فترة التبويض أكثر عرضة للإصابة بهذه الأنواع من العدوى. لذلك اشتبه ريلوسو وزملاؤه في حدوث شيء آخر.

درس العلماء كيف يتغير جهاز المناعة في الفئران عندما تكون مستويات هرمون الاستروجين مرتفعة. عالجوا إناث الفئران بالإستروجين واختبروا مدى تعرضهم للإصابة بالمبيضات البيضاء ، وهي فطر يسبب عدوى الخميرة التناسلية.

كما هو متوقع ، كانت الفئران التي عولجت بالإستروجين أكثر عرضة للإصابة بالعدوى من تلك التي لم تكن كذلك. علاوة على ذلك ، وجد الباحثون أن مستويات جزيء الجهاز المناعي المسمى Th17 كانت منخفضة بشكل خاص في هذه الفئران.

وجد الباحثون أن الإستروجين يرتبط بالخلايا التي تؤدي إلى إنتاج Th17 ويمنع الإنتاج. قال ريلوسو إنه يريد بعد ذلك دراسة تأثير البروجسترون ، الهرمون الذي يرتفع بعد نهاية الإباضة ، على جهاز المناعة. وقال إنه من المحتمل أن يكون لها تأثير معاكس على الاستجابة المناعية.

وقالت ريلوسو: "نريد أن نفهم كيف ينظم هذان الهرمونان ليس فقط الدورة الشهرية للإناث ولكن الجهاز المناعي أيضًا".

الحماية من المرض

يعد فهم كيفية تأثير هرمون الاستروجين على جهاز المناعة أمرًا حيويًا لتطوير طرق جديدة لمحاربة مسببات الأمراض - على سبيل المثال ، إنشاء عقاقير تجعل النساء أقل عرضة للإصابة بفيروس نقص المناعة البشرية.

قالت سوزان كوفاتس من مؤسسة أوكلاهوما للأبحاث الطبية ، إن الهرمونات الجنسية تلعب على الأرجح دورًا في اضطرابات المناعة الذاتية ، وهي أكثر شيوعًا عند النساء من الرجال. إنها علاقة معقدة تحتاج إلى مزيد من البحث لفهمها بالكامل.

قال كوفاتس: "النساء أكثر عرضة للإصابة بأمراض المناعة الذاتية ، مما قد يجعلك تعتقد أن هرمون الاستروجين مؤيد للالتهابات". "ولكن بعد ذلك لديك بيانات مثل هذه تظهر كيف يمكن أن تكون المستويات العالية من الاستراديول مضادًا للالتهابات. أعتقد أن الأمر يتعلق بالجرعة."

وأشار كوفاتس إلى أن دراسة ريلوسو اعتمدت على الفئران التي أزيلت مبايضها وأعطيت جرعات عالية ثابتة من الإستروجين - وهذا لا يحاكي الحياة الواقعية. وأوضحت أن "هذا يلغي الدورة العادية للإستراديول لدى النساء". يمكن أن يدرس العمل المستقبلي كيفية تأثر Th7 بمثل هذه الدراجات العادية بدلاً من المستويات المرتفعة باستمرار.

تخطى ذلك: يتخلى الجهاز المناعي عن حذره عندما تكون الأنثى في مرحلة الإباضة ، للسماح للحيوانات المنوية بالبقاء على قيد الحياة في الجهاز التناسلي. كأحد الآثار الجانبية ، تكون الإناث أكثر عرضة للإصابة بعدوى الخميرة والبكتيريا والفيروسات.

تابعوا MyHealthNewsDaily على تويترMyHealth_MHND. تجدنا علي الفيس بوك.


سيقوم المتطوعون بزيارة المركز السريري للمعاهد الوطنية للصحة (NIH) في بيثيسدا ، ماريلاند ، لإجراء زيارة فحص. سيحصل المشاركون المؤهلون على سبع زيارات أو أكثر على مدار ثلاثة أشهر وسيحتفظون بمذكرات يومية للشهر الأول. سيتلقى معظم المشاركين دورة لمدة عشرة أيام من المضاد الحيوي الشائع ، أموكسيسيلين. من المتوقع أن تصاب بعض النساء بعدوى الخميرة المهبلية بينما لا تصاب أخريات ، مما يسمح للباحثين بدراسة كيفية تأثير الأموكسيسيلين على الكائنات الحية الدقيقة التي تعيش عادة في المهبل وكيف ترتبط هذه التغييرات بالإصابة بعدوى الخميرة المهبلية.

يتم إجراء الدراسة في مركز NIH Warren Grant Magnuson السريري في بيثيسدا. يمكن الوصول إلى حرم المعاهد الوطنية للصحة بالسيارة والمواصلات العامة.


2 البيولوجيا الجزيئية للخميرة القاتلة

2.1 الأساس الجيني لتعبير النمط الظاهري القاتل: فيروسات الحمض النووي الريبي السيتوبلازمي

في S. cerevisiae، تستند الظاهرة القاتلة إلى وجود فيروسات الحمض النووي الريبي مزدوجة الشريطة الموروثة السيتوبلازمي (دسرنا) (تمت مراجعتها في [7 ، 8]). العدوى المستمرة لخلايا الخميرة بهذه الفيروسات لا تظهر عليها أعراض ، وعلى عكس بعض الفيروسات الفطرية المرتبطة بتأثيرات نمطية ضارة (مثل مرض لا فرانس في Agaricus bisporus أو تشكيل البلاك في بنسيليوم) ، ليس لفيروسات dsRNA الخميرة (المعترف بها حتى الآن) أي عيب لخلية واحدة. بالإضافة إلى ذلك ، تعتبر فيروسات الخميرة dsRNA غير معدية لأنه لم يتم تحديد مسار انتقال خارج الخلية يحدث بشكل طبيعي. لذلك تم تصنيفها على أنها فيروسات خفية أو "جزيئات شبيهة بالفيروس" (VLPs). على النقيض من النقل الأفقي لمعظم فيروسات الحمض النووي الريبي النباتية والحيوانية المسببة للأمراض ، تنتشر فيروسات الحمض النووي الريبي الخميرة عموديًا فقط أثناء التزاوج و / أو تكوين الخلايا غير المتجانسة في الجسم الحي ، وقد اقترح أن هذا النوع من انتقال الفيروس يمثل على الأرجح تكيفًا خاصًا منذ تكرار حدوثه. حدوث التزاوج والاندماج في الخميرة والفطريات الأعلى يجعل طريقًا خارج الخلية لانتقال الفيروس ممكن الاستغناء عنه [9-11]. ومع ذلك ، حيث تبين أن السلالات غير القاتلة من S. cerevisiae يمكن نقل العدوى بنجاح باستخدام VLPs المعزولة والمنقاة في المختبر ، ولا يمكن استبعاد وجود مسار طبيعي لعدوى VLP أيضًا في الموائل الفطرية والخميرة الطبيعية [12-14].

2.2 فيروسات الرنا المزدوج الجديلة S. cerevisiae: L-A وأقمارها الصناعية M المشفرة للسموم

بناءً على نقص المناعة المتقاطعة ، وطريقة عملها الجزيئي وملامحها القاتلة ، وإنتاج السموم S. cerevisiae تم تصنيف السلالات القاتلة إلى ثلاث مجموعات رئيسية (K1 و K2 و K28) ، كل منها تفرز سمًا قاتلًا فريدًا بالإضافة إلى مكون مناعي محدد ولكن غير معروف حتى الآن والذي يجعل الخلايا القاتلة محصنة ضد السم الخاص بها [15-17] . النوع القاتل الموصوف سابقًا K3 in S. cerevisiae [18] لا تختلف بوضوح عن K2. في الخميرة القاتلة ، يرتبط إنتاج السم القاتل K1 و K2 و / أو K28 بوجود فيروس ساتلي M-dsRNA الموروث حشويًا (المعين ScV-M1 أو ScV-M2 أو ScV-M28 لـ S. cerevisiae الفيروس) ، والذي يعتمد على التعايش للفيروس المساعد L-A ليتم الحفاظ عليه بشكل ثابت وتكرار داخل السيتوبلازم للخلية المضيفة المصابة (الجدول 2). الخلايا التي لا تحتوي على الرنا المزدوج الجديلة أو فقط L-A هي خلايا غير قاتلة حساسة للسموم ، في حين أن الخلايا التي تحتوي أيضًا على ScV-M1 أو ScV-M2 أو ScV-M28 هي قاتلة مناعية. تقوم الفيروسات القاتلة بالاختيار الذاتي عن طريق قتل أي مواد عزل خالية من الفيروسات. سلالات الخميرة الحساسة تنجو من التزاوج بالقاتلة ، والاختلاط السيتوبلازمي لنسخ الفيروس القاتل ScV-M المتعددة أثناء حسابات التزاوج لنمط الوراثة غير المندلي أثناء الانقسام الاختزالي اللاحق [8]. الفيروسات القاتلة التي ترميز السموم غير متوافقة على المستوى التكاثري ، أي أنها تستبعد بعضها البعض في العدوى المختلطة وغير مستقرة مثل السلالات المتعددة المحتوية على فيروسات قاتلة. يعني هذا الاستبعاد أن الفيروسات تظل معزولة في مضيفها وقد يفسر سبب بقاء فيريونات ScV-M القاتلة متميزة ولم يتم العثور عليها على أنها مؤتلفة أو هجينة [19].

جينومات الرنا المزدوج الجديلة الفيروسية تشارك في تعبير النمط الظاهري القاتل في الخمائر المختلفة

فايروس وظيفة الفيروس جينوم الحمض الريبي النووي النقال (KB) البروتينات المشفرة المرجع.
ScV-L-A فيروس مساعد 4.6 Gag ، بروتين القفيصة الرئيسي Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على RNA (يتم التعبير عن Pol في الجسم الحي على أنه بروتين اندماج Gag-Pol) [24]
ScV-M1 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.6 K1 preprotoxin (طليعة ذيفان K1 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [173]
ScV-M2 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.5 K2 preprotoxin (طليعة ذيفان K2 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [49]
ScV-M28 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.8 K28 preprotoxin (طليعة السموم K28 غير المعالجة ومحدِّد المناعة) [39]
UmV-P1 فيروس "القاتل" 1.4 KP1 preprotoxin (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [161]
UmV-P4 فيروس "القاتل" 1.0 توكسين بروتين أحادي KP4 [159]
UmV-P6 فيروس "القاتل" 1.2 KP6 بريبروتوكسين (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [174]
HuV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [9]
هوف- م فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 1.0 سلائف توكسين بروتيني أحادي [9]
ZbV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [14]
ZbV-M فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 2.1 سلائف توكسين بروتيني أحادي [14]
فايروس وظيفة الفيروس جينوم الحمض الريبي النووي النقال (KB) البروتينات المشفرة المرجع.
ScV-L-A فيروس مساعد 4.6 Gag ، بروتين القفيصة الرئيسي Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على RNA (يتم التعبير عن Pol في الجسم الحي على أنه بروتين اندماج Gag-Pol) [24]
ScV-M1 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.6 K1 preprotoxin (طليعة ذيفان K1 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [173]
ScV-M2 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.5 K2 preprotoxin (طليعة ذيفان K2 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [49]
ScV-M28 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.8 K28 preprotoxin (طليعة السموم K28 غير المعالجة ومحدِّد المناعة) [39]
UmV-P1 فيروس "القاتل" 1.4 KP1 preprotoxin (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [161]
UmV-P4 فيروس "القاتل" 1.0 توكسين بروتين أحادي KP4 [159]
UmV-P6 فيروس "القاتل" 1.2 KP6 بريبروتوكسين (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [174]
HuV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [9]
هوف- م فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 1.0 سلائف توكسين بروتيني أحادي [9]
ZbV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [14]
ZbV-M فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 2.1 سلائف توكسين بروتيني أحادي [14]

(أ) لم يتم تحديد تسلسل الحمض النووي الريبي (dsRNA) ، وبالتالي ، فإن منتجات الجين الفيروسي المفترضة Gag و Gag-Pol افتراضية ولا يتم توقعها إلا بالقياس إلى Gag و Gag-Pol من ScV-L-A.

جينومات الرنا المزدوج الجديلة الفيروسية تشارك في تعبير النمط الظاهري القاتل في الخمائر المختلفة

فايروس وظيفة الفيروس جينوم الحمض الريبي النووي النقال (KB) البروتينات المشفرة المرجع.
ScV-L-A فيروس مساعد 4.6 Gag ، بروتين القفيصة الرئيسي Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على RNA (يتم التعبير عن Pol في الجسم الحي على أنه بروتين اندماج Gag-Pol) [24]
ScV-M1 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.6 K1 preprotoxin (طليعة ذيفان K1 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [173]
ScV-M2 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.5 K2 preprotoxin (طليعة ذيفان K2 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [49]
ScV-M28 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.8 K28 preprotoxin (طليعة السموم K28 غير المعالجة ومحدِّد المناعة) [39]
UmV-P1 فيروس "القاتل" 1.4 KP1 preprotoxin (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [161]
UmV-P4 فيروس "القاتل" 1.0 توكسين بروتين أحادي KP4 [159]
UmV-P6 فيروس "القاتل" 1.2 KP6 بريبروتوكسين (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [174]
HuV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [9]
هوف- م فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 1.0 سلائف توكسين بروتيني أحادي [9]
ZbV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [14]
ZbV-M فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 2.1 سلائف توكسين بروتيني أحادي [14]
فايروس وظيفة الفيروس جينوم الحمض الريبي النووي النقال (KB) البروتينات المشفرة المرجع.
ScV-L-A فيروس مساعد 4.6 Gag ، بروتين القفيصة الرئيسي Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على RNA (يتم التعبير عن Pol في الجسم الحي على أنه بروتين اندماج Gag-Pol) [24]
ScV-M1 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.6 K1 preprotoxin (طليعة ذيفان K1 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [173]
ScV-M2 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.5 K2 preprotoxin (طليعة ذيفان K2 غير المعالج ومحدِّد المناعة) [49]
ScV-M28 فيروس القمر الصناعي (الفيروس القاتل) 1.8 K28 preprotoxin (طليعة السموم K28 غير المعالجة ومحدِّد المناعة) [39]
UmV-P1 فيروس "القاتل" 1.4 KP1 preprotoxin (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [161]
UmV-P4 فيروس "القاتل" 1.0 توكسين بروتين أحادي KP4 [159]
UmV-P6 فيروس "القاتل" 1.2 KP6 بريبروتوكسين (مقدمة لتوكسين بروتيني مغاير α /) [174]
HuV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [9]
هوف- م فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 1.0 سلائف توكسين بروتيني أحادي [9]
ZbV-L فيروس مساعد 4.6 هفوة ، بروتين قفيصة رئيسي Gag-Pol ، بوليميريز RNA المعتمد على الحمض النووي الريبي أ [14]
ZbV-M فيروس "القاتل" لفيروس الأقمار الصناعية 2.1 سلائف توكسين بروتيني أحادي [14]

(أ) لم يتم تحديد تسلسل الحمض النووي الريبي (dsRNA) ، وبالتالي ، فإن منتجات الجينات الفيروسية المفترضة Gag و Gag-Pol افتراضية ولا يتم التنبؤ بها إلا عن طريق القياس على Gag و Gag-Pol من ScV-L-A.

L-A نفسه عبارة عن فيروس فطري متماثل بشكل مستقل ولا يمنح نمطًا ظاهريًا يمكن اكتشافه لخلية مضيفه (الخميرة) ، ولا يتطلب وجود فيروس ساتلي M-dsRNA من أجل الصيانة المستقرة أو التكرار. ينتمي L-A إلى عائلة فيروس Totiviridae. تحتوي فيروسات هذه العائلة على جينوم مُغلف في غلاف عشري الوجوه وهو جزء واحد من الرنا المزدوج الجديلة الذي يشفر بروتين غلاف رئيسي و RNA بوليميريز معتمد على الحمض النووي الريبي [20]. تحتوي جسيمات L-A على جسيم واحد و M تحتوي على نسختين من جينوم الرنا المزدوج الجديلة (dsRNA) المقابل. يحتوي كل منها على 120 نسخة من بروتين قفيصة رئيسي 76 كيلو دالتون Gag ، وما يقدر بنسختين من بروتين اندماج طفيف 171 كيلو دالتون جاج بول. من المجهر الإلكتروني البارد وإعادة بناء الصورة على S. cerevisiae فيروس L-A وكذلك على Ustilago maydis الفيروس القاتل P4 لقد ثبت أن كلا الفيروسين لهما هياكل متشابهة قطرها 430 Å ، تتكون من 120 وحدة فرعية مرتبة على شكل 60 ثنايا غير متماثلة في T = 1 شعرية. يحتوي جدار القفيصة على حوالي 60 فتحة صغيرة قطر كل منها 10-15 والتي تمتد عبر سطح الفيروس وربما تكون بمثابة مناخل جزيئية كبيرة بما يكفي للسماح بتدفق المستقلبات اللازمة لتخليق وتكاثر الحمض النووي الريبي للخروج من نسخ فيروسية جديدة ، لكنها صغيرة بما يكفي لضمان حماية جينوم الحمض النووي الريبي الفيروسي من التدهور [21-23].

يحتوي كل جسيم LA على نسخة واحدة من خطي LA dsRNA سعة 4.6 كيلو بايت ، وخيط LA plus مشفر (LA (+) ssRNA) له إطاران مفتوحان للقراءة (ORFs) يتداخلان بواسطة 130 نيوكليوتيد ، مع 3 ′ ORF في −1 رتل بالنسبة إلى 5 ′ ORF [24]. يشفر الأخير بروتين القفيصة الرئيسي Gag الضروري للتغليف والمسؤول عن بنية الجسيمات الفيروسية ، بينما يُظهر 3 ORF نمط تسلسل الأحماض الأمينية المتفق عليه النموذجي لبوليمرات الحمض النووي الريبي المعتمد على الحمض النووي الريبي لفيروسات ssRNA و dsRNA الزائدة حبلا (الجدول 2) [25]). قياسا على تسميات الجينات الفيروسية ، تم تعيين ترميز Gag 5 ′ ORF لـ L-A أسكت وترميز Pol 3 ′ ORF بول. يتم التعبير عن منتج الجين لـ 3 ORF في الجسم الحي كبروتين اندماج Gag-Pol بواسطة حدث انزياح إطار الريبوسوم −1 أثناء الترجمة [4 ، 24 ، 26-30]. اندماج Gag-Pol نفسه هو المكون الفيروسي الرئيسي في تكرار كل من LA و M virions من خلال مجال C-terminal Pol الخاص به ، فهو يتعرف على إشارة تغليف معقدة لهياكل حلقة الساق وتكرار مباشر متداخل داخل الطرف 3′ 400 قاعدة من LA (+) ssRNA [31]. من المفترض أن المجال N-terminal Gag داخل البلمرة المعقدة Gag-Pol / ssRNA قفيصة (Gag). على عكس LA ، يحتوي كل من جينومات M-dsRNA الثلاثة على ORF واحد يشفر بروتينًا للسموم الأولية (pptox) يمثل السلائف غير المعالجة للسم القاتل الناضج والمفرز بالإضافة إلى مكون مناعي وظيفي ولكن غير محدد حتى الآن (الجدول 2) . ومن المثير للاهتمام ، أن جينومات M المشفرة للسموم تستبعد بعضها البعض على المستوى التكراري ، وبالتالي ، فإن التعايش المتزامن لجميع الفيروسات القاتلة ScV-M الثلاثة في خلية خميرة واحدة لا يحدث في الجسم الحي ، ولكن يمكن تجاوزه بالتعبير المشترك نسخ cDNA من جينات pptox مختلفة [8 ، 32].

قدم العمل المكثف على L-A ، بشكل رئيسي من قبل مجموعة Reed Wickner ، نظرة أعمق للجوانب الخلوية المهمة مثل نسخ الحمض النووي الريبي ، وتكرار الحمض النووي الريبي ، وتغليف ssRNA ، وتحويل الإطارات الريبوزومية ، ومعالجة السلائف المحللة للبروتين ، وتفاعلات الفيروسات والفيروسات. هذه الجوانب الشائعة جدًا بين فيروسات الحمض النووي الريبي التي تظهر أوجه تشابه مذهلة مع بعض فيروسات الثدييات مثل فيروس نقص المناعة البشرية ، تم تناولها بشكل جيد في المراجعات الأخيرة [7 ، 8 ، 22 ، 33]. فيريونات L-A هي جسيمات إيكوساهدرا ، يبلغ قطرها حوالي 39 نانومتر ، والتي تتكاثر في الجسم الحي بواسطة آلية تحفظ. يحدث أيضًا تخليق خيوط الحمض النووي الريبي الموجب والناقص في فيرو ، أي داخل الجسيمات الفيروسية المعزولة (راجع الشكل 2 في [21]). بعد نسخ قالب RNA مزدوج الشريطة ، يتم بثق الشريط الفيروسي الزائد من الجسيم إلى السيتوبلازم حيث يقوم لاحقًا بتنفيذ وظيفتين أساسيتين. أولاً ، إنه بمثابة قالب mRNA الذي يتم ترجمته في الجسم الحي إلى البروتينات الفيروسية Gag و Gag-Pol. ثانيًا ، يتم حزم جزيء ssRNA (+) في جزيئات فيروسية جديدة. بمجرد اكتمال تجميع الغلاف الفيروسي هذا ، يعمل بوليميراز الحمض النووي الريبي المعتمد على الحمض النووي الريبي (Gag-Pol) كنسخة متماثلة ، ويصنع خيطًا ناقصًا جديدًا ويولد أخيرًا جينوم الرنا المزدوج الجديلة للفيروس الناضج (الشكل 2) [8].

دورة النسخ المتماثل لـ L-A وفيروسه الساتلي M المشفر للسموم. يتنافس كل من فيروسات الرنا المزدوج الجديلة على البروتينات الفيروسية المشفرة LA Gag و Gag-Pol والتي تعتبر ضرورية لبنية الجسيمات الفيروسية ، وتغليف ssRNA الفيروسي (+) ، وتكرار الحمض النووي الريبي في الجسم الحي (أي تخليق الحمض النووي الريبي ناقص حبلا) ، و (+) تخليق ssRNA على قالب RNA مزدوج الشريطة.

دورة النسخ المتماثل لـ L-A وفيروسه الساتلي M المشفر للسموم. يتنافس كل من فيروسات الرنا المزدوج الجديلة على البروتينات الفيروسية المشفرة LA Gag و Gag-Pol والتي تعتبر ضرورية لبنية الجسيمات الفيروسية ، وتغليف ssRNA الفيروسي (+) ، وتكرار الحمض النووي الريبي في الجسم الحي (أي تخليق الحمض النووي الريبي ناقص حبلا) ، و (+) تخليق ssRNA على قالب RNA مزدوج الشريطة.

فيروسات M التي ترمز للسموم هي أقمار صناعية لـ L-A ، تتطفل على Gag و Gag-Pol من أجل تكرارها [5 ، 15]. ليس من المستغرب ، إذن ، أن تكون دورة تكرارها مماثلة إلى حد كبير لدورة LA ، وتختلف فقط في جانب واحد: لا يتم بثق جميع نسخ M plus-strand من الجسيم الفيروسي لأن M virion الناضج يمكن أن يحتوي على ما يصل إلى نسختين من أصغر جينوم M dsRNA بدلاً من مجرد نسخة واحدة في حالة LA [15]. هذه الظاهرة ، التي تنطبق أيضًا على الفيروسات الخيطية ، تُدعى "التكاثر الرأسي" لتمييزها عن "نموذج التعبئة الرأسية" كما يحدث في بعض العاثيات [21]. تحتوي ssRNAs (+) لكل من فيروسات L-A و M على إشارات تغليف محددة (ما يسمى بمواقع الارتباط الفيروسي (VBS)) داخل منطقة 3′ الطرفية ، والتي تعد ضرورية للتكرار وتعبئة RNA (الشكل 3). هؤلاء رابطة الدول المستقلة-تتكون المتتاليات النشطة من بنية حلقة جذعية ينقطع جذعها بقايا A بارزة غير متزاوجة [27 ، 34 ، 35]. تم العثور على عنصرين تسلسليين ضروريين لتكرار L-A. مُحسِّن النسخ المتماثل الداخلي (IRE) ، لا يمكن تمييزه تقريبًا عن VBS ، وعنصر التعرف على طرفي 3′ (3′-TRE) يتكون من بنية حلقة جذعية صغيرة 5 قواعد من الطرف 3′ (الشكل 3). في الجسم الحي ، هذه رابطة الدول المستقلة تم التعرف على العناصر بواسطة Gag-Pol وهي مسؤولة عن كل من (+) ربط ssRNA وتعبئة RNA في فيريونات جديدة [35]. أظهر التحليل الطفري لاستنساخ LA cDNA كامل الطول أن كلا من القواعد الخمسة لتسلسل حلقة الإجماع (GAUYC) (Y = بيريميدين) و A غير المزاوج في تسلسلها الجذعي كانت ضرورية لوظيفة VBS ، بينما كان تسلسل الجذع ضروريًا فقط لتوفير هيكل ثانوي [31]. على عكس L-A ، تحتوي نصوص ترميز السموم لفيروسات ScV-M1 و ScV-M28 على عنصرين محتملين من عناصر VBS. يحتوي كلاهما على حلقات من 5 قواعد ، والثانية مطابقة لتلك الموجودة في M1 (GAUUC) والأولى تختلف بمقدار قاعدة واحدة (GGUUC الشكل 3). يتم فصل كل منها عن A منتفخ بواسطة ساق 3-bp متطابقة ، مما يؤدي إلى تكرار 11- أو 12-bp. تم تكرار آخر 9 نقاط أساس من هذا التكرار عند 375 ، يتداخل VBS الأول وليس الثاني في M1 أيضًا مع تكرار مباشر غير كامل بمقدار 10 نقاط أساس يتضمن حلقة VBS (الشكل 3) [36 ، 37]. يتداخل جذع L-A VBS أيضًا مع تكرار مباشر ، ولا يشمل الحلقة ، ومع ذلك ، فإن أهمية هذه التكرارات لا تزال غير معروفة. مطلوب تسلسل وبنية 3′-end صحيحين في المختبر (-) ssRNA تخليق أطراف L-A و M1 و M28 3′ لا تختلف اختلافًا جوهريًا [38]. من أجل النسخ المحافظ في الجسم الحي لـ ssRNA (+) من قالب dsRNA ، يلزم التعرف الصحيح على تسلسلها 5′ النهائي بواسطة Gag-Pol. إلى جانب التسلسل 5′-GAAAAA 5′-GAAAAA ، هناك القليل من التماثل أو لا يوجد أي تناظر على الفور من هذا التسلسل في L-A أو M28 أو dsRNAs الأخرى. لذلك ، يبدو أن عنصر التعرف النهائي (5′-TRE) كافٍ لبدء النسخ الفعال [36].

مقارنة سعة الترميز وعناصر تسلسل VBS / IRE و 3′-TRE المحتملة على نصوص الفيروس القاتل M1 (+) ssRNA (B) و M28 (+) ssRNA (C) مع تلك الموجودة على LA (+) ssRNA (A ). اثنين رابطة الدول المستقلةمواقع الربط الفيروسي النشطة (VBS1 ، VBS2) على النصوص M ضرورية لربط وتغليف ssRNA. قد يكون 3′-TRE هو كل ما هو مطلوب لتكرار ssRNA في الجسم الحي. يتم عرض الأرقام للمسافة من الطرف 3′ للمخلفات A غير المزاوجة التي تقاطع كل جذع VBS. (يُعد تسلسل ssRNA 5 ′ - (+) المشار إليه (GAAAAA) سمة مميزة لفيروسات dsRNA الخميرة.)

مقارنة سعة التشفير وعناصر تسلسل VBS / IRE و 3′-TRE المحتملة على نصوص الفيروس القاتل M1 (+) ssRNA (B) و M28 (+) ssRNA (C) مع تلك الموجودة على LA (+) ssRNA (A ). اثنين رابطة الدول المستقلةمواقع الربط الفيروسي النشطة (VBS1 ، VBS2) على النصوص M ضرورية لربط وتغليف ssRNA. قد يكون 3′-TRE هو كل ما هو مطلوب لتكرار ssRNA في الجسم الحي. يتم عرض الأرقام للمسافة من الطرف 3′ للمخلفات A غير المزاوجة التي تقاطع كل جذع VBS. (يُعد تسلسل ssRNA 5 ′ - (+) المشار إليه (GAAAAA) سمة مميزة لفيروسات dsRNA الخميرة.)

2.3 معالجة السموم الأولية وإفراز السم

من بين السموم القاتلة المشفرة فيروسيًا لـ S. cerevisiaeو K1 و K28 هي أفضل البروتينات التي تمت دراستها. على الرغم من أن كلا السمين يختلفان اختلافًا كبيرًا في تكوينهما من الأحماض الأمينية وطريقة عملها الجزيئية ، إلا أنهما يشتركان في التماثل اللافت للنظر فيما يتعلق بتوليفهما ومعالجتهما وإفرازهما. تتم ترجمة كل مادة سامة على أنها مادة سامة سابقة (pptox) تُظهر هياكل متشابهة ، ثم تخضع لتعديلات ما بعد الترجمة عبر الشبكة الإندوبلازمية وجهاز جولجي والحويصلات الإفرازية ، مما أدى أخيرًا إلى إفراز توكسين بروتين متغاير α / (الشكل 4).

المسار الإفرازي للسم القاتل K28 بوصة S. cerevisiae. بعد الترجمة في الجسم الحي لنسخة M28 الفيروسية لترميز pptox ، يتم استيراد pptox (بعد متعدية) إلى تجويف انقسام ER وإشارة الببتيداز (SP) يزيل إشارة إفراز N-terminal للسموم (المنطقة السابقة). في حجرة Golgi المتأخرة ، يشق Kex2p endopeptidase المنطقة المؤيدة ، ويزيل التسلسل داخل الجزيئي ويؤدي في النهاية إلى إفراز بروتين α / غير المتجانسة الناضج (تم تعديله بعد [167]).

المسار الإفرازي للسم القاتل K28 بوصة S. cerevisiae. بعد الترجمة في الجسم الحي لنسخة M28 الفيروسية لترميز pptox ، يتم استيراد pptox (بعد متعدية) إلى تجويف انقسام ER وإشارة الببتيداز (SP) يزيل إشارة إفراز N-terminal للسموم (المنطقة السابقة). في حجرة Golgi المتأخرة ، يشق Kex2p endopeptidase المنطقة المؤيدة ، ويزيل التسلسل داخل الجزيئي ويؤدي في النهاية إلى إفراز بروتين α / غير المتجانسة الناضج (تم تعديله بعد [167]).

كشف تسلسل M28 (كدنا) المشفر K28 عن ORF واحد يشفر 345 حمض أميني بريروتوكسين بحجم متوقع قدره 37.6 كيلو دالتون. في الجسم الحي التعبير عن هذا [كدنا] تحت السيطرة النسخية للقوي والتأسيسي PGK أدى المروج إلى إفراز سم قاتل ومناعة وظيفية (أي واقية) للسم الشكل 5) [40]: في حالة سلائف السموم K28 ، تزيل معالجة Pptox بوساطة Kex2p / Kex1p ن- تسلسل غليكوزيلاتي ، يعمل على تقليم carboxy-termini لـ α و وينتج أخيرًا عن إفراز سم بروتين مغاير 21 كيلو دالتون α / ترتبط وحدته الفرعية α و تساهميًا من خلال رابطة ثنائية كبريتيد واحدة بين α-Cys 56 و β-Cys 340 [40]. الأهم من ذلك ، أن الطرف C لـ β يحتوي على أربعة حاتمة من الأحماض الأمينية التي تمثل إشارة الاحتفاظ بالشبكة الإندوبلازمية الكلاسيكية (ER) (HDEL R). نظرًا لأن هذه الإشارة يتم حجبها مبدئيًا عن طريق بقايا أرجينين كربوكسي طرفية ، يتم منع احتفاظ ER بمواد السموم بشكل فعال حتى يدخل البروتوكسين إلى حجرة Golgi المتأخرة حيث يزيل Kex1p carboxypeptidase هذه البقايا ويكشف عن إشارة استهداف السم داخل الخلايا (انظر أدناه) [40].

التشابه في معالجة K28 للسموم الأولية في الخميرة ونضوج proinsulin في خلايا الثدييات (h-Kex2p ، متماثل بشري إلى خميرة endopeptidase Kex2p).

التشابه في معالجة K28 للسموم الأولية في الخميرة ونضوج proinsulin في خلايا الثدييات (h-Kex2p ، متماثل بشري إلى خميرة endopeptidase Kex2p).

في تشابه مذهل مع معالجة pptox K28 ، تتم معالجة التوكسين الفيروسي K1 بالمثل من سلائف حمض أميني 316 ، مما ينتج عنه مغاير α / من 21 كيلو دالتون الذي ترتبط وحداته الفرعية تساهميًا بثلاثة روابط ثنائي كبريتيد [48]. In contrast to the well established processing pathways of K1 and K28, it is not yet clear if in vivo processing of K2 pptox results in the secretion of a monomeric or a heterodimeric protein toxin the K2 sequence is completely unrelated to the sequence of either K1 or K28 and, although its toxic mechanism is similar to that of the ionophoric K1 toxin, K2 immunity seems to be distinct [49]. Since the published data on K2 are insufficient for detailed comparison, and the K1 system has been intensively dealt with in previous reviews [ 7, 50], the following chapter will only emphasize the recently described and unique K28 killer toxin.

2.4 Toxicity of the killer proteins

Even though the killer toxins posses different modes of action, they do have one thing in common: all viral toxins (K1, K2, K28) kill a sensitive yeast cell in a receptor-mediated two-step process ( Fig. 6): the first step involves a fast and energy-independent binding to a toxin receptor within the cell wall of a sensitive target cell. In case of K1 and K2, this primary receptor has been identified as β-1,6- d -glucan, whereas the cell wall receptor for K28 is a high molecular mass α-1,3-mannoprotein [ 51, 52]. It was speculated, however, that toxin binding to the primary cell wall receptor either concentrates the toxin at the level of the cell wall or mediates close contact between the toxin and the target cell membrane [53]. Susceptible strains can become toxin resistant by chromosomal mutations in any of a set of genes that are involved in the structure and/or biosynthesis of yeast cell wall components in fact, a whole set of toxin resistant yeast kre mutants (for k iller re sistant) has been identified for K1, and several yeast mnn mutants (for m a nn oprotein) have been shown to be highly resistant to K28 at the cell wall level [ 54, 55].

Receptor-mediated mode of action of the yeast K1 and K28 viral toxins. Killing of a sensitive yeast cell is envisaged in a two-step process involving initial toxin binding to receptors at the level of the cell wall (R1) and the cytoplasmic membrane (R2). After interaction with the plasma membrane, K1 is acting from outside the cell and disrupts cytoplasmic membrane function, while K28 enters the cell by endocytosis in order to reach its final target, the yeast cell nucleus (note that the cell surface receptors R1 and R2 are different for both toxins see text).

Receptor-mediated mode of action of the yeast K1 and K28 viral toxins. Killing of a sensitive yeast cell is envisaged in a two-step process involving initial toxin binding to receptors at the level of the cell wall (R1) and the cytoplasmic membrane (R2). After interaction with the plasma membrane, K1 is acting from outside the cell and disrupts cytoplasmic membrane function, while K28 enters the cell by endocytosis in order to reach its final target, the yeast cell nucleus (note that the cell surface receptors R1 and R2 are different for both toxins see text).

The second, energy-dependent step involves toxin translocation to the cytoplasmic membrane and interaction with a secondary membrane receptor. While the membrane receptor for K28 is still unknown, the K1 membrane receptor was recently identified as Kre1p, an ا-glycosylated yeast cell surface protein which is initially GPI-anchored to the plasma membrane and which is also involved in β-1,6-glucan biosynthesis and K1 cell wall receptor assembly [56]. After having reached the cytoplasmic membrane, the toxin (K1) exerts its lethal effect by ion channel formation and disruption of cytoplasmic membrane function [ 56–59].

In contrast to the ionophoric mode of action in which K1 acts from outside the cell, K28 represents the first viral killer toxin for which it was demonstrated that it enters a sensitive target (yeast) cell by endocytosis [37]. After receptor-mediated entry into the cell, the toxin traverses the secretion pathway in reverse (via Golgi and ER), subsequently enters the cytosol, and finally transduces its toxic signal into the yeast cell nucleus where the lethal events occur: inhibition of DNA synthesis and cell cycle arrest at the G1/S boundary [ 37, 40, 60]. Interestingly, this unique retrograde K28 toxin transport critically depends on a short, four amino acid motif (HDEL) at the very C-terminus of β which acts as intracellular targeting signal directing the toxin from an early endosomal compartment back to the عبر-Golgi network and thereby preventing toxin degradation in the vacuole ( Fig. 7) [ 37, 40]. Just as in higher eukaryotic cells, resident yeast ER proteins like the chaperones Kar2p (BiP) and/or the protein disulfide-isomerase carry a C-terminal H/KDEL motif which facilitates Golgi-to-ER recycling of the proteins and their final location within the ER lumen [61].

Retrograde K28 toxin transport in S. cerevisiae. Left panel: Simplified model of how the α/β heterodimeric K28 virus toxin is entering a sensitive yeast cell in order to reach the cytosol. In vivo toxicity of K28 involves endocytotic uptake, retrograde toxin transport via Golgi apparatus and ER and ER exit into the cytosol through the Sec61 complex (CM, cytoplasmic membrane EV, endosomal vesicle). Right panel: Schematic drawing of the subunit structure of selected microbial protein toxins carrying a carboxy-terminal ER targeting signal (modified according to [ 37, 64]).

Retrograde K28 toxin transport in S. cerevisiae. Left panel: Simplified model of how the α/β heterodimeric K28 virus toxin is entering a sensitive yeast cell in order to reach the cytosol. In vivo toxicity of K28 involves endocytotic uptake, retrograde toxin transport via Golgi apparatus and ER and ER exit into the cytosol through the Sec61 complex (CM, cytoplasmic membrane EV, endosomal vesicle). Right panel: Schematic drawing of the subunit structure of selected microbial protein toxins carrying a carboxy-terminal ER targeting signal (modified according to [ 37, 64]).

Interestingly, the K28 virus toxin as well as certain bacterial or plant toxins likewise carry C-terminal H/KDEL-like sequences which are responsible for the intracellular targeting and the retrograde transport of the toxins, a strategy that is quite common among microbial protein toxins with enzymatic activity on intracellular targets [ 37, 62]. What all these toxins do have in common is the capacity to first bind to cell surface receptors, then to enter the cell by endocytosis and, finally, to kill the eukaryotic target cell by modifying some essential cellular components within the cytosol. Some of these protein toxins (like Pseudomonas exotoxin A, cholera toxin and yeast K28 virus toxin) carry a carboxy-terminal H/KDEL (or H/KDEL-like) sequence which can facilitate retrograde toxin transport all the way from the cell surface to the Golgi apparatus and the ER. Consequently, mutations within this C-terminal targeting sequence dramatically reduce cytotoxicity by preventing correct interaction of the toxin's C-terminus with the K/HDEL receptor of the target cell [ 40, 63]. In this respect it is also interesting to note that some of these toxins contain disulfide bonds at or near their C-termini whose in vivo function is predicted to ensure correct access of the toxin's K/HDEL signal to the K/HDEL receptor of the corresponding target cell [64]. This situation is also true for the K28 toxin since it was recently shown that the cysteine residue right next to the β C-terminus (Cys 340 ) is part of the disulfide bond that covalently joins α and β ( Fig. 8). It, therefore, has been postulated that correct disulfide bond formation is required to ensure accessibility of the toxin's HDEL signal in vivo [40]. However, a noticeable difference between H/KDEL-carrying protein toxins produced and secreted by different bacteria to that produced by a virus-infected yeast cell is that the K28 toxin itself is expressed in a eukaryotic cell, and therefore the toxin's C-terminal ER targeting signal has to be masked as long as the toxin resides within the early secretory pathway. Once it has reached a عبر-Golgi compartment, the C-terminal arginine residue is removed by Kex1p cleavage, and the toxin's intracellular targeting signal is uncovered. Because of this ‘intelligent’ strategy, toxin-producing K28 killers are able to prevent toxin retention in the ER lumen [ 37, 40].

Interaction of the toxin's β-C-terminus with the cellular HDEL receptor Erd2p ensures retrograde toxin transport via endosomes and Golgi to the ER. Subsequent toxin translocation into the cytosol is mediated by the Sec61 complex which represents the major ER export channel in yeast. The indicated ERAD components Cue1p, Ubc7p, Der3p (=Hrd1p), Ubc6p, and Der1p are not involved in ER-to-cytosol export of the toxin and, therefore, ER exit of K28 should be mechanistically different from the export of misfolded ER proteins [37]. Due to the reducing environment of the yeast cell cytosol, the toxin dissociates into its two subunits: while β is ubiquitinated and targeted for proteasomal degradation, α is somehow transducing the toxic signal into the nucleus. Previously described data [ 37, 38] have been incorporated into this model.

Interaction of the toxin's β-C-terminus with the cellular HDEL receptor Erd2p ensures retrograde toxin transport via endosomes and Golgi to the ER. Subsequent toxin translocation into the cytosol is mediated by the Sec61 complex which represents the major ER export channel in yeast. The indicated ERAD components Cue1p, Ubc7p, Der3p (=Hrd1p), Ubc6p, and Der1p are not involved in ER-to-cytosol export of the toxin and, therefore, ER exit of K28 should be mechanistically different from the export of misfolded ER proteins [37]. Due to the reducing environment of the yeast cell cytosol, the toxin dissociates into its two subunits: while β is ubiquitinated and targeted for proteasomal degradation, α is somehow transducing the toxic signal into the nucleus. Previously described data [ 37, 38] have been incorporated into this model.

Once the toxin has reached the ER lumen of a sensitive yeast cell, it is retranslocated into the cytosol by passing the yeast Sec61 translocon which represents the major ER export channel in yeast [37]. The Sec61 complex itself, which consists of the transmembrane ER protein Sec61p and the two smaller subunits Sbh1p and Sss1p [65], has also been shown to be involved in the export and removal of misfolded ER proteins from the secretory pathway and their subsequent proteasomal degradation in the cytosol [ 66, 67]. However, in contrast to the majority of H/KDEL-carrying microbial toxins, ER-to-cytosol translocation of the viral K28 killer toxin does not depend on the ER-associated degradation pathway (ERAD), and yeast mutants defective in ERAD components such as Der3p/Hrd1p and/or Der1p show wild-type sensitivity [37]. It therefore can be predicted that toxin export from the ER should be mechanistically different from ER-to-cytosol export of misfolded proteins.

After the heterodimeric K28 toxin has reached the cytosol, it dissociates into its two subunits α and β because of the highly reducing environmental conditions of the yeast cell cytosol. Subsequently after exit from the ER, the toxin's β subunit is ubiquitinated and targeted for proteasomal degradation, while α is stably transducing the toxic signal into the nucleus where the lethal events finally occur: DNA synthesis is rapidly inhibited, cell viability is lost more slowly and cells arrest in early S phase of the cell cycle with a medium-sized bud, a single nucleus in the mother cell and a pre-replicated 1n DNA content [ 37, 60, 68]. So far, it is not known if α is entering the nucleus (either by passive diffusion due to its small size or by an importin-mediated active transport mechanism) or if it is interacting in the cytosol with one or more yeast proteins to exhibit its lethal effect in the nucleus. Currently, two-hybrid screens are being performed to identify yeast proteins that are potentially interacting with the toxin's α subunit.

2.5 Toxin immunity

Besides the fact that the primary toxin target has yet to be identified, the question of how immunity occurs in vivo has still not been answered. Although the precise molecular basis for toxin immunity is still unknown, it has been speculated that it might be conferred by the toxin precursor itself. This might act as competitive inhibitor of the mature toxin by saturating or causing elimination of a so far unidentified plasma membrane receptor that normally mediates toxicity [ 69–71]. It was also shown that the unprocessed toxin precursor is sufficient to confer immunity since in vivo expression of either K1 or K28 cDNAs in a Δkex2 null mutant lacking the ability of pptox processing and thus incapable of releasing α and β from the intervening γ sequence results in immune non-killer yeast transformants [ 17, 72, 73]. Based on all these observations, a model for K1 toxin immunity had been proposed in which either loss or modification of the toxin's secondary plasma membrane receptor would cause immunity. When it was demonstrated that expression of a cDNA copy of the preprotoxin was sufficient to confer normal immunity, it was postulated that the central γ component of this precursor might not only act as intramolecular chaperone ensuring proper secretory pptox processing, but also by providing some sort of a masking function by protecting membranes of toxin-producing cells against damage by the hydrophobic components within the α subunit of K1 [48]. Later on, a more plausible model was proposed, in which it was speculated that interaction of the secreted protoxin with the receptor, through the same toxin domain involved in lethality, resulted in diversion of the complex to the vacuole and destruction [17]. This model was further strengthened by phenotypic analyses of various mutant pptox derivatives which clearly indicated that the α toxin was the lethal component and that its secretion in the mature form caused severe growth inhibition while secretion of α fused to just an N-terminal fragment of γ was sufficient to confer immunity [74]. Dependence of immunity on diversion of the putative membrane receptor to the vacuole is consistent with the defect in immunity observed in many vps mutants (Tipper and Sturley, personal communication). One class of killer resistant kre mutants, therefore, should show similar resistance in spheroplasts. More recently, a chromosomal kre1-12 mutation was described which caused K1 resistance in yeast cell spheroplasts without affecting toxin binding to the cell wall, and the wild-type gene product, Kre1p, was identified as being the long-sought membrane receptor for the K1 viral toxin [ 56, 75].

Although the precise mechanism for K1 immunity is still obscure, a completely different mechanism must be postulated for K28 killers, since it has been shown that K28 killer yeasts take up their own toxin after it has been secreted. Furthermore, the toxin subsequently re-enters the secretory pathway of a killer cell and reaches the cytosol, just as in a sensitive target cell. However, in contrast to the latter, the killer cell is not killed but rather protected against the lethal effect of the toxin. This means that K28 immunity is likely to affect some unknown step either within the yeast cell cytosol or eventually downstream from that, possibly within the nucleus. Future experiments will hopefully shed more light onto this interesting and so far unique mode of toxin action and immunity.

2.6 Virus–host cell interactions

For maintenance and expression of a stable killer phenotype, chromosomal genes of the host cell play an important, sometimes an essential role. Besides the chromosomal SEC genes required for general secretion of extracellular proteins and glycoproteins, the KEX-encoded proteases Kex2p and Kex1p are necessary for preprotoxin processing and precursor maturation of the yeast pheromone α-factor mone [ 70, 76–79]. Furthermore, there is a whole set of chromosomal yeast genes which either directly or indirectly affect dsRNA virus propagation. As recently reviewed by Wickner [ 8, 22] and Polonelli [7], these genes can be classified into two major groups, the ma intenance of k iller genes, MAK, and the s uper ki ller genes, SKI.

Among more than 30 chromosomal MAK genes that have been identified so far, only three genes (MAK3, MAK10, PET18) are required for stable maintenance of both yeast dsRNA viruses, L-A and M all other MAK genes are only necessary for maintaining either of three known toxin-coding M satellites [ 73, 80]. MAK3 encodes an ن-acetyltransferase which is responsible for the ن-acetylation of the Gag protein required for the assembly of L-A and M [ 81, 82]. Without this acetylation, the Gag proteins are not able to self-assemble, resulting in a rapid loss of all dsRNA viruses. In addition, Mak3p acetylates at least three additional mitochondrial proteins explaining the slow growth of mak3 mutants on a non-fermentable carbon source. Like Mak3p, Mak10p is also needed for cell growth on a non-fermentable carbon source, and it was further shown to stabilize viral particles, in particular those containing dsRNA, since in mak10 mutants, virions containing single-stranded (+)ssRNA only remain stable while mature viruses containing a complete copy of the viral dsRNA genome are unstable. More recently, physical interaction of Mak3p, Mak10p, and Mak31p was demonstrated and it therefore has been proposed that these Mak proteins might also function as a complex in vivo [ 83, 84]. The gene product of PET18 likewise contributes to the overall virion stability, and Pet18p itself is thought to be particle-associated [ 85–87]. For stable maintenance of the toxin-coding M killer virions more than 30 MAK genes have been described which, when mutated, all result in an inability to propagate any toxin-coding M satellite virus. While some of the MAK gene products fulfil completely different functions within the cell, like Mak1p as DNA topoisomerase I [88], Mak11p as essential membrane-associated protein with β-transducin sequence patterns [89] and the nuclear protein Mak16p which is essential for G1 exit within the cell cycle [90], the majority of the MAK genes are encoding ribosomal proteins and affect 60S ribosomal subunit assembly [ 91–95]. Correspondingly, most mak mutations either lead to a dramatic decrease in the number of free 60S subunits or weaken ribosomal subunit joining and association [96]. Presumably, L-A is only providing its M satellites with Gag and Gag-Pol when the intracellular concentration of both viral proteins is sufficient. Therefore, any diminished Gag to Gag-Pol ratio (either caused by a reduced efficiency of L-A(+)ssRNA translation or due to a limited availability of free 60S ribosomal subunits) would immediately result in a selective loss of the viral M dsRNA genome [ 97–99].

Mutations in any of six chromosomal SKI genes phenotypically suppress mak mutations in dsRNA-harboring killer strains [100]. These so-called s uper ki ller genes (SKI) were initially identified from mutations that caused overexpression of the killer toxin, indicating that in تزلج mutants either M dsRNA copy number is increased or translation of the toxin-coding M(+)ssRNA transcript is more effective [ 101, 102]. Subsequent work on the yeast SKI gene system demonstrated that five out of six genes that have been characterized so far (SKI2, SKI3, SKI6, SKI7 و SKI8) are required in vivo to repress translation of poly(A) − RNAs [ 103, 104], whereas SKI1 (which is identical to XRN1) encodes a 5′-exoribonuclease involved in general RNA degradation and turnover [ 101, 105–107]. SKI2 encodes a DEVH box protein of the RNA helicase family, Ski3p is a nucleoprotein, and Ski8p shows β-transducin domains [ 103, 108, 109]. All three Ski proteins (Ski2p, Ski3p, and Ski8p) are proposed to form a complex in vivo whose function might be to act as a RNA helicase and/or cofactor for the exosome complex through interaction with Ski7p [110] (reviewed in [111]). Ski6p is the only Ski protein for which it was directly shown that it is part of the eukaryotic exosome complex which – in analogy to the الإشريكية القولونية homolog RNase PH – is responsible for the 3′-5′ degradation of mRNA [ 112, 113].

The precise in vivo function of the SKI genes in yeast and in higher eukaryotes is still controversial. من جهة SKI genes may represent an antiviral defence system whose main function is to down-regulate dsRNA viral copy number and repress expression of non-poly(A) mRNAs, including L-A and M virus RNAs which both lack a 3′ poly(A) tract and a 5′ cap structure [ 104, 107, 114, 115]. Although it has been shown that ski2, ski3 and/or ski8 mutations derepress translation of non-poly(A) mRNAs in vivo, it has also been demonstrated that Ski proteins (like Ski6p/Rrp41p) can be part of the cytoplasmic exosome core complex and, therefore, function in a 3′ mRNA degradation pathway [ 116, 117]. This indicates that the yeast SKI genes have at least two important in vivo functions: in addition to their antiviral activity, Ski proteins are also involved in a more basic cell function like 3′ mRNA degradation [ 103, 104, 113]. Furthermore, in addition to their activity in repressing translation of poly (A) minus mRNAs, the identification of SKI2 homologous genes in the human genome [ 118, 119] further supports the idea that some of the Ski proteins are indeed part of a more general cellular system which is involved in the overall control of mRNA stability, structure and degradation [ 113, 120, 121]. Thus, based on the currently available data it can be concluded that the Ski proteins in yeast (and possibly their homologs in higher eukaryotes as well) have at least two important in vivo functions ( Fig. 9): firstly, they block translation of non-poly(A) mRNA possibly by affecting 60S ribosomal subunit joining [ 104, 117] and secondly, as part of the exosome complex they can also be involved in the 3′ to 5′ degradation of RNA [ 113, 122]. In a superkiller yeast, loss of both functions of the SKI genes leads to a dramatic increase in toxin production and secretion, finally resulting in a superkiller phenotype that originally gave the name to these genes.

Model of the in vivo functions of the yeast SKI gene system. A: The indicated Ski protein complex Ski2cp (consisting of Ski2p, Ski3p, and Ski8p) is involved in translation repression of poly(A) − RNA (left panel) and also proposed to act as a RNA helicase and/or cofactor for the exosomal 3′ to 5′ degradation of mRNA (right panel). This model is based on data mainly derived from the labs of Wickner [ 107, 112, 117], Parker [ 113, 120] and Johnson [116]. B: Agar diffusion assay (left) and Western blot analysis (right) illustrating the phenotypic consequences of a ski8 mutation in meiotic segregants derived from a cross of a K28 wild-type killer (SKI8) to a non-killer ski8 متحولة. On sporulation of the heterozygous SKI8/ski8 diploid K28 killer, meiotic segregants from each tetrad show a 2:2 segregation of low and high killer activity (left) as well as low and high levels of secreted K28 toxin (right). (The Western blot shown to the right illustrates the amount of secreted K28 toxin present in the culture supernatant of the indicated ski8 و SKI8 segregants. Samples were separated by SDS–PAGE, electroblotted onto a PVDF membrane, and subsequently probed with a polyclonal antibody against the toxin's β subunit. Arrows indicate the positions of the α/β heterodimeric protein toxin and of its tetrameric derivative (α/β)2 that forms spontaneously under conditions of a non-reducing SDS–PAGE.)

Model of the in vivo functions of the yeast SKI gene system. A: The indicated Ski protein complex Ski2cp (consisting of Ski2p, Ski3p, and Ski8p) is involved in translation repression of poly(A) − RNA (left panel) and also proposed to act as a RNA helicase and/or cofactor for the exosomal 3′ to 5′ degradation of mRNA (right panel). This model is based on data mainly derived from the labs of Wickner [ 107, 112, 117], Parker [ 113, 120] and Johnson [116]. B: Agar diffusion assay (left) and Western blot analysis (right) illustrating the phenotypic consequences of a ski8 mutation in meiotic segregants derived from a cross of a K28 wild-type killer (SKI8) to a non-killer ski8 متحولة. On sporulation of the heterozygous SKI8/ski8 diploid K28 killer, meiotic segregants from each tetrad show a 2:2 segregation of low and high killer activity (left) as well as low and high levels of secreted K28 toxin (right). (The Western blot shown to the right illustrates the amount of secreted K28 toxin present in the culture supernatant of the indicated ski8 و SKI8 segregants. Samples were separated by SDS–PAGE, electroblotted onto a PVDF membrane, and subsequently probed with a polyclonal antibody against the toxin's β subunit. Arrows indicate the positions of the α/β heterodimeric protein toxin and of its tetrameric derivative (α/β)2 that forms spontaneously under conditions of a non-reducing SDS–PAGE.)

2.7 Killer viruses in the non-conventional yeasts Hanseniaspora uvarum و Zygosaccharomyces bailii

Besides the viral killer system in S. cerevisiae, toxin-coding mycoviruses have also been identified in killer strains of the non-conventional yeasts H. uvarum و Z. bailii [ 9, 14, 123]. Since the viral killer system in U. maydis has recently been reviewed [7], the following section will focus on the more recently identified killer viruses ZbV and HuV in Z. bailii و H. uvarum ( Table 2). With respect to their structure and intracellular replication cycle, the dsRNA viruses ZbV and HuV are analogous to the S. cerevisiae viruses ScV-L-A and ScV-M, and it was shown that they can be successfully transferred to S. cerevisiae non-killer strains either by VLP transfection or by protoplast fusion, resulting in yeast transfectants and/or heterokaryons that stably express the corresponding killer phenotype [ 14, 123]. However, in contrast to the S. cerevisiae toxins, killer toxins of non-Saccharomycetes– and in particular those secreted by virus-infected killer strains of the yeasts Z. bailii و H. uvarum– show a broad-spectrum antimycotic potential, being not only lethal to a great variety of wood decay basidiomycetes and phytopathogenic fungi (like Heterobasidium, Postia, Serpula, Fusarium and/or كوليتوتريشوم), but also to human pathogenic strains of المبيضات البيض و Sporothrix schenkii [ 4, 9, 124, 125]. Lethality of the Z. bailii virus toxin Zygocin resembles that of certain bacteriocins and/or eukaryotic defensins, and involves disruption of cellular integrity by permeabilizing cytoplasmic membrane function. In analogy to the virally encoded preprotoxins in S. cerevisiae killer strains, the toxin-coding dsRNA genome (2.1 kb) in the yeast Z. bailii encodes the unprocessed precursor of the secreted and biologically active killer toxin. Due to its broad killing spectrum, Zygocin effectively kills human pathogenic strains of C. albicans, Candida glabrata و المبيضات الاستوائية, and the toxin is equally effective against the yeast-like and the mycelial stages of the corresponding fungi after germ tube induction through cultivation in the presence of fetal calf serum. Furthermore, on a molar basis, Zygocin is even more effective in killing human pathogenic yeasts than the frequently used antifungals clotrimazole or miconazole [125], indicating that it might be an attractive antifungal candidate, preferably for the treatment of topical mycoses. Undoubtedly, protein toxins secreted by non-conventional killer yeasts are highly promising candidates for use in the therapy of fungal infections, but further pharmacological studies are needed to demonstrate their antifungal potential in the future.


Bacteria-infecting viruses bind mucosal surface and protect from disease

Mucosal surfaces protect organisms from external stressors and disease. Bacteriophages, viruses that infect bacteria, have been shown to preferentially bind to mucosal surfaces. This has been suggested to provide an extra level of immunity against bacterial infections. Researchers at the University of Jyväskylä, Finland tested this idea using fish, phages (viruses) and a fish-infecting bacteria. Phages were confirmed to bind to the mucosal surface, staying there for days and give protection from subsequent bacterial infection. Research was published in مبيو in November 2019.

The mucosal surfaces are important for protection of tissues and homeostasis, but often targeted by disease-causing bacteria. Phages have been suggested to specifically bind to host mucosal surfaces and prevent colonization by pathogenic bacteria. In this symbiotic model phage populations are enriched in the mucus, a substrate in which encounters with their bacterial hosts are more probable, while the animal benefits from protection against invading bacteria.

Researchers at the University of Jyväskylä tested this idea using rainbow trout, phages (viruses) and a fish-infecting bacterium (Flavobacterium columnare). Phages were found to bind to fish mucosa, and maintain there for several days. Phages bound in mucus also protected the fish from diseases, although the pathogenic bacteria had a strong chemotaxis towards mucus, and exposure to mucosal molecules made them more virulent.

However, the mucosal environment made the bacteria more susceptible for phage infections, revealing a new aspect of the tripartite interactions between mucosal surfaces, bacteria and phages.

In conclusion, the mucosal environment influence both bacteria and phages. These interactions are important for understanding disease ecology and has significant impact in preventive phage therapy approaches.


Diagnosing Viral Infections

The diagnosis of a viral infection is usually based on the physical symptoms and the history of the illness. A condition such as influenza, which is caused by a virus, is generally easy to diagnose because most people are familiar with the symptoms. Other types of viral infections may be harder to diagnose and various tests may have to be performed.

Various Diagnostic Tests for Viral Infections

  • Blood tests to check for antibodies to viruses, or for the antigens themselves
  • Cultures for samples of blood, bodily fluid, or other material taken from the infected area
  • Spinal tap to examine the cerebrospinal fluid
  • Polymerase chain reaction (PCR) techniques may be used to make many copies of the viral genetic material, enabling doctors to rapidly and accurately identify the virus
  • Magnetic resonance imaging (MRI) can detect increased swelling in the temporal lobes

Symptoms of Viral Infections

Viral infections come with a variety of symptoms ranging from mild to severe. Symptoms may vary depending on what part of the body is affected, type of viruses, age, and overall health of the affected person.

  • حمى
  • آلام العضلات
  • يسعل
  • العطس
  • سيلان الأنف
  • صداع الراس
  • قشعريرة
  • إسهال
  • التقيؤ
  • متسرع
  • ضعف
  • تتغير الشخصية
  • Neck stiffness
  • تجفيف
  • النوبات
  • Paralysis of the limbs
  • الالتباس
  • ألم في الظهر
  • Loss of sensation
  • Impaired bladder and bowel function
  • Sleepiness that can progress into a coma or death

Viral Infection vs. Bacterial Infection

Both viral and bacterial infections cause sickness however, there is a difference between them. A viral infection is any type of infection that is caused by a virus, which is even smaller than bacteria and is encapsulated by a protective coating, so it is more difficult to kill than bacteria. Viral infections involve a dormant virus getting into a living cell and re-writing the cell's genetic codes with its own. Viruses are not living organisms and need a "living" host in order to reproduce-otherwise it cannot survive. Commonly, viral infections involve the nose, throat and upper airways. Viral infections cause illnesses as minor as the common cold and as severe as AIDS.

To contract a bacterial infection, pathogenic bacterium must gain access into the body through contaminated water, cuts, or contact with an infected person or contaminated objects. One of the major differences between viral and bacterial infections is that a bacterial infection can be transmitted through inanimate objects such as door knobs and countertops, whereas viral cannot. Another difference is that bacteria is a living microorganism and reproduces by dividing itself, while a virus will die if it does not have a host. Common bacterial infections occur due to the invasion of pathogenic bacteria through the respiratory or digestive tract. Some bacterial infections are contagious like strep throat, while others are not.


Scientists Are Cloning the Coronavirus Like Crazy. Here’s Why—and the Risks

Most biomedical researchers are busy finding ways to squash the new coronavirus. Meanwhile, synthetic biologists are busy cloning it in droves.

In late February a team from the University of Bern, led by Dr. Volker Thiel, published a relatively simple recipe to artificially cook up SARS-CoV-2, the virus that causes Covid-19, in the lab. It required only two main ingredients: synthetic chunks of the virus’s genomic instructions, which can be ordered online and yeast. In experienced hands, the process isn’t much harder than baking sourdough bread from a self-made starter.

The manuscript, initially uploaded to the preprint server bioRXiv and now peer-reviewed and published in طبيعة سجية, sent shock waves across the biomedical community. If further verified, it means that certified labs can clone whole samples of the coronavirus in a week at roughly $30,000. By “democratizing” access to the new virus, more labs can work on diagnostic tests, drugs, and vaccines, potentially bringing the virus to its knees faster and saving millions of people.

Yet there’s a dark side to that broader access: the same platform used to make SARS-CoV-2 from scratch can potentially also make it more deadly or more transmissible. In nightmare scenarios, the same technology that could rid us of the plague could also turn it into a bioweapon.

It’s a dilemma that’s long simmered in the field of synthetic viruses—the “dual-use” problem. “In biology…[it means that] the techniques needed to engineer a bioweapon are the same as those needed to pursue legitimate research,” explained Dr. Guoyu Wang from the Center of Biomedical Ethics at Fudan University in Shanghai, and colleagues. Even if original motivations were noble, any “deviation, misuse, or abuse during the research,” such as accidental leaks from labs, could spell global calamity.

These concerns often form the basis of conspiracy theories. But they aren’t pure fantasy. Back in 2014, federal scientists discovered half a dozen vials of smallpox virus, which most Americans born after 1972 don’t have immunity against, while cleaning out storage facilities at the National Institutes of Health. Forgetfulness aside, multiple influenza strains have been made more contagious using synthetic biology, based on testing in ferrets. Although there hasn’t yet been a synthetic viral Chernobyl, scientists are legitimately concerned about a lab-made or lab-leaked viral strain that could wreak havoc.

Thiel and team’s coronavirus recipe has brought these debates back in full fervor, thanks in part to the recipe’s simplicity. But perhaps more concerning is that the same platform can clone a wide variety of viruses—those known to us, and potentially, those yet to be discovered.

The Synthetic Virus Cookbook

To beat a virus, first know your foe.

The easiest way to get a hold of a virus is by obtaining infected biological tissue, which was difficult at the beginning of the pandemic outside of Wuhan, China. The second route is to try to grow the virus inside immortalized cells—in SARS-CoV-2’s case, lung cells—but it’s like manufacturing cars that blow up the factory and themselves halfway through construction.

That leaves the third route: making the virus from scratch. Thanks to advances in synthetic biology and genome engineering, making entire virus genomes in bacteria or yeast hosts has become cheaper, easier, and faster. One recent paper for engineering SARS-CoV-2 used bacteria as the viral factory.

However, Thiel’s team went the yeast route. The reason, he explained, is that coronaviruses have extraordinarily large genomes, which makes it difficult for bacteria to cope with—like challenging a three-year-old with a complicated Lego set—which leads to mistakes in the virus’s genome. Yeast, in contrast, is far more pliable.

What’s more, yeast also has a special power to automatically glue chunks of external DNA material together into a full genome sequence. That’s huge: rather than synthesizing the entire coronavirus genome through chemistry, it’s possible to do it in chunks to reduce costs, and the yeast will “magically” assemble the pieces together like a puzzle.

The project kicked off in January, soon after Chinese researchers released the virus’s genomic blueprint. Thiel’s team split the genome into 14 manageable chunks, each with slightly overlapping sequences, and ordered synthetic DNA that corresponded to those viral genome bits from a commercial company.

Three weeks later, after receiving the fragments in the mail, they inserted the DNA—which together represent the entire SARS-CoV-2 genome—into yeast. They then sat back and watched yeast cells do their magic, gluing together the overlapping sequences on the fragments to turn them into full-length genomes. Just two days later, the team was able to check the yeast, now blossomed into dot-like “colonies” on a plate, for signs of the virus’s genome. Finally, they extracted the virus’s genetic material from the yeast in DNA form and transformed it into RNA—like translating one language to another—which the virus naturally uses to multiply.

Voilà: in less than a week, the team was able to generate a fully synthetic virus, one relatively new to humans, and use it to infect sacrificial cells in a dish to study. As a proof-of-concept to the platform’s power, the team also made a glow-in-the-dark version of the virus, which can help screen for anti-viral drugs. (If the drugs work, this rave version of the virus should lose its glow.)

The Biosafety Dilemma

Thiel’s platform for engineering SARS-CoV-2 stands out in its speed and simplicity. According to Dr. Susan Weiss, a microbiologist at the University of Pennsylvania who wasn’t involved in the study, the most exciting thing is that yeasts are very fast viral producers, whereas “other methods are tedious and difficult.”

Speed in an outbreak is essential, not just for containment but also for research. The new platform is a starting point for labs to easily change the coronavirus’s genome, seeing what prevents it from replication or what genomic sequences make it weaker or even unable to infect humans. The cherry on top: the system only requires the yeast to reassemble the virus’s genome one single time. It’s extremely easy to collect more coronavirus by reusing ready-made virus-producing yeast cells, like brewing beer.

Yet these selling points are exactly what worries bioethicists. “By publishing the technology roadmap, it is possible for both scientists and terrorists to apply the same technique to synthesize more complex viruses, or develop a ‘super virus’ with extremely high infectivity, virulence or vaccine-resistance,” write Wang and colleagues in a commentary of Thiel’s method.

To Thiel, the concerns shouldn’t be downplayed, but neither should the promise of synthetic biology in tackling outbreaks. “Synthetic biology has matured towards a powerful technique that will impact the scientific community—and our society in general,” he commented on one of the first studies using a similar yeast technique to reconstruct a large viral genome from scratch.

The takeaway, he argued, is that the technology is already here, and it’s up to multiple players such as governments to address the misuse potential. Synthetic viruses—including a clone of the 1918 flu virus, which scientists brought back to life in the lab—have already provided insights into deadly contagions that are otherwise handcuffed to the whims of the ground-zero country. Not every lab can participate in reconstructing the virus for now, it’s regulated to a very few select institutions with the highest-grade biosafety features and highly-trained personnel.

Whether cloned viruses will ultimately help quash the current pandemic is anyone’s guess. As for the research-bioterrorism dual-use problem, we don’t have an answer. However, the use of cloned deadly viruses is increasingly championed as a way to battle outbreaks, whether we’re comfortable and ready or not.

Meanwhile, Thiel’s already looking ahead towards the next pandemic—and the future of synthetic biology as a whole. “We have to find a way to cope with the fact that this [synthetic biology] technology will allow the generation of designer microbes and, ultimately, synthetic life,” he said.



تعليقات:

  1. Maujas

    موجه ، حيث يمكنني العثور عليه؟

  2. Nukpana

    انها لا ناسبني. من آخر يمكن أن يقترح؟

  3. Jesaja

    Nifiga يفاجئ نفسي

  4. Sept

    تحقق من ذلك ، تحقق من ذلك.

  5. Jooseppi

    انت لست على حق. اكتب في PM ، وسوف نتواصل.

  6. Minos

    You did not try to look in google.com?



اكتب رسالة